Клюет ли карась в конце сентября: Ловля карася в сентябре на поплавочную удочку и фидер

Когда клюет карась в сентябре. Ловля плотвы осенью

Солнечные, тихие дни сентября
наиболее благоволят к ловле карася. Непосредственно сама ловля карася в
сентябре делится на две фазы – первая половина месяца, когда тепло и вторая
половина обозначенная похолоданием.

Для карася в сентябре важна
устойчивая погода, особенно в ясные дни. Небольшой дождик и ветерок в сторону
берега порой сопутствуют улучшению клева, а вот сильный ветер и проливной дождь
отнюдь.

В сентябре карася ловят на тех же
прудах (озерах), что и летом. В первые дни месяца, прощупывая летние стоянки
карася, ближе к берегу на границе водной растительности. Пока есть трава,
копошится в ней, выискивая различных личинок, представителей
ракообразных и прочих жучков и паучков. Пока вода не остыла, есть смысл ловить
на растительные приманки.

С похолоданием же карасю уже
требуется пища животного происхождения и червь, опарыш, мотыль будут, кстати,
жучкам-паучкам приходит «каюк», теперь моллюски и личинки основа его пищевого
рациона. С холодами карась уходит на глубины, кормится на выходе из ям, часто
появляется в местах скопления мелкой ракушки.

Следует помнить, в
сентябре больше в тех водоемах, где его популяцию контролирует хищник, выбивая
мелкие и слабые особи.

На пруду сентябрьского карася
удобнее и интереснее телескопического исполнения,
оснащенную чувствительным поплавком, леской 0,14-0,25, да парой карасиных
крючков.

Лучшие в
сентябре будут черви, опарыши, мотыль и их комбинация в виде «бутербродов»,
например опарыш-червяк или опарыш-мотыль, иногда действен «бутерброд»
перловка-опарыш, кукуруза-опарыш и им подобные.

Обильное прикармливание не нужно,
но без него не обойтись, достаточно небольшого прикорма, 5-6 комочков с
теннисный мяч, заброшенных с утра. В добавляется немного
живой насадки (на которую думаете ловить).

Корм замешивается самостоятельно с
добавлением круп, отрубей, обжаренных семечек подсолнуха, жмыха, толченых
ракушек или используется готовый покупной. Землю в это время не подмешивают,
прикормка должна быть рыхлой, распадающейся при ударе о воду (грунт).

лучше утром (но не в
ранние часы) и вечером, неплохо и днем с 11-16 часов. Используйте
в поимке заветных экземпляров любимые снасти: , соски, пружины – сентябрь
дает рыбаку шанс на поимку именно крупного карася. В октябре все будет намного
хлопотливее.

Ловля плотвы осенью интереснее всего на небольших водоемах. Особенно на спокойных реках в, которых с похолоданием воды плотва сбивается в большие косяки и активно начинает питаться.
Сразу отметим, что осенняя ловля усложняется тем, что вода в водоемах становится прозрачной. Но если правильно настроить снасть и умело подойти к процессу, то проблем с поимкой рыбы не возникнет. Активности плотвы зависеть будет от погодных условий (перепада температуры и давления, направления и силы ветра) это следует учитывать при выборе места ловли. Наилучшим временем для ловли при условии хорошей погоды считается период времени с 9 до 11 часов, днем плотва временно перестает кормиться, вечерний клев начинается с 15 и продолжается до наступления темноты.

Как и на что клюет плотва в разные месяцы осени

Ловля плотвы в сентябре

В этот период плотва лучше всего будет ловиться в спокойные пасмурные дни. Для ловли следует подбирать места с глубиной 2 и более метров, желательно с наличием коряг на дне. Отличным местом для ловли будет участок на водоеме с поваленным в воду деревом.
Осенью подводная растительность постепенно начинает отмирать, это одна из причин, по которой следует переходить на использование приманок животного происхождения. Плотва, начиная с середины сентября, чаще начинает питаться различными личинками, мелкими насекомыми, упавшими в воду, мотылем, червями. В качестве приманки для ловли отлично подойдет опарыш, навозный червь, крупную плотву удастся поймать на ручейника или личинку стрекозы.
Что касается снасти, то использовать рекомендуется только легкие и чувствительные. Удобнее всего плотву ловить на поплавок. Поскольку приманку часто понадобится отправлять далеко от берега, удилище подбирается максимальной длины, хорошим вариантом будет телескоп длиной 7-8 метров. Катушка устанавливается самая простая ее задача хранить запас лески, диаметр которой не должен превышать 0,14 мм. Поводок делается длиной до 25 см с использованием лески диаметром 0,12 мм. Для поводка отлично подойдет флюорокарбон.
Поскольку важно получить чувствительную снасть, то крючки берем размером 2,5-3, поплавок на основную леску устанавливается грузоподъемностью до трех грамм. После заброса приманка должна находиться на глубине около 5-7 см от поверхности дна. Грузило от крючка устанавливается на расстоянии равном длине поводка, но не ближе 20 см.
Использование такой снасти позволит заметить малейшее прикосновение рыбы к приманке и сделать своевременную подсечку, что является гарантией богатого улова.

Особенности ловли плотвы в октябре

Активность плотвы в октябре слабая, рыба перестает реагировать на любые варианты растительных приманок, интересуется только животными и то, при условии благоприятных погодных условий. Поймать плотву в октябре удастся на небольшой кусочек навозного червя или опарыш.
Важно ответственно подойти к настройке оснастки. В качестве основной лески отлично подойдет флюорокарбоновая леска диаметром не больше 0,17 мм, ее преимущество заключается в том, что в воде она полностью незаметна. Поплавок огрузкой не больше двух грамм, что касается крючка, то достаточно использовать №3, желательно темного цвета, с коротким цевьем и острым жалом.
Использовать прикорму во время ловли не следует – это только навредит. Если требуется прикормить место, то это лучше всего сделать за сутки до начала ловли. В основной состав прикормки рекомендуется включить мотыль или мелкорубленый червь.

Ловля плотвы в ноябре

С приходом ноября вода в водоеме становится холодной, плотва малоактивной, но это не означает, что она перестает кормиться. Ловить плотву можно успешно, как с берега, таки с лодки. Наилучшим временем для ловли считается период времени с 13 до 16 часов. Если ловить планируется с лодки, то в качестве снасти отлично подойдет бортовая удочка длиной в метр с боковым кивком. Вместо крючка рекомендуется использовать небольшую мормышку, на крючок которой насаживается мотыль (1-2 личинки). После заброса приманки короткими движениями мормышке придается легкая игра. Начинать игру следует сразу после того, как мормышка опустится на дно, постепенно отрываем ее от поверхности на высоту не более метра. Клев плотвы в ноябре слабый, но если погода будет теплой, то поймать несколько хороших плотвичек удастся.

Прикормка для плотвы в осеннее время

При ловле плотвы осенью использование прикормки допустимо, но только приготовленной по специальным рецептам и с использованием мелкофракционных ингредиентов. Используемая прикормка должна быть низкокалорийной, ее задача не насытить рыбу, а привлечь ее к месту ловли.
Сегодня в рыболовных магазинах в ассортименте предлагаются готовые сухие смеси, в основной ее состав достаточно добавить немного мотыля или панировочных сухарей, а также, если требуется небольшое количество глины, что позволит утяжелить прикормку.
При приготовлении прикормки самостоятельно можно использовать кукурузную муку, сухое молоко, дрожжи, какао. Прикормка должна быть рассыпчатой, при ударе о дно прикормочный шар должен сразу разбиться и создать облако мути. Важно правильно подобрать ингредиенты для прикормки, если дно песчаное, то прикормку делают светлой. Во всех других случаях прикормочная смесь должна иметь цветовой оттенок близкий к цвету дна на участке, где осуществляется ловля плотвы.
Прикармливать место ловли рекомендуется за несколько суток до ловли, непосредственно в момент ужения плотвы, прикормку использовать не рекомендуется. Но здесь у каждого может быть свое мнение по прикормке.

Сентябрь – время, когда на водоемы уже начинает приходить ненастье и некоторое похолодание. Вода становится прозрачнее, что усложняет ловлю рыб, в том числе и . Она уже в начале месяца начинает уходить от привычных летних мест и искать глубины. Хотя некоторые стайки еще остаются на старых местах – речных тихих плесах, каменистое дно которых покрыто тонким слоем ила.

Искать крупную плотву в сентябре стоит в глубоких ямах, в которых может быть тихое течение, под берегами, круто обрывающимися вглубь, на участках бровок. Хорошие ориентиры для определения мест с плотвой – топляки и коряжник в воде, свисающие ветви деревьев над водной гладью, рытвины и ямы на дне.

Самое удачное время сентябрьской плотвиной рыбалки с утра до 10…11 часов. Дальше можно идти домой обедать и возвращаться к 14 часам. При хорошей, ясной погоде клев может продолжаться до самых сумерек.

Снасти

Плотву в сентябре ловят на поплавочные и донные снасти. Оснастка матча, болонки, маха, штекера та же, что и в летнюю пору, хотя к ней предъявляются некоторые требования. Все должно быть более изящным, тонким, меньшим, что гарантирует ей большую чувствительность, а значит и успешную ловлю.

К примеру, для маха подойдет телескопическое, легкое, с мягкой вершинкой удилище до 6…7 м длиной. Леску стоит поставить 0,12…0,14 мм, а поводок потоньше – 0,1…0,12 мм и длиной не более 25 см. Оптимальный размер крючков №16…№20, поплавок грузоподъемностью не больше 2 г. Огрузка составная, минимум из 5 дробинок – вверху самая тяжелая, внизу, рядом с поводком, соответственно, самая легкая.

Ловят плотву в сентябре на поплавок на глубине, у дна. При этом приманка должна быть в 3…10 см над ним. Это касается рыбалки на тихих водоемах и на течении.

Фидер для плотвиной рыбалки лучше подходит для рек с течением, где ее клев на такую снасть результативнее, чем в тихих водоемах. Для фидерной ловли необходимо удилище с тестом 30…50 г и до 3 м длиной. Учитывая осторожность поклевок плотвы, нужно ставить самую мягкую вершинку и по возможности полегче кормушку. Идеальная катушка безынерционка, 2500 номера. Подходящей для месяца оснасткой является «вертолет» с коротким (~25 см) поводком из лески 0,12 мм.

Прикормка в кормушке должна быть бедной на питательные составляющие. Главное доставлять ее при каждом забросе в одно место.

Насадки

Сентябрьский рацион питания плотвы заметно изменяется к летнему. Подводные растения в водоемах уже начинают потихоньку отмирать, потому рыба перестает живо интересоваться растительными насадками. Теперь ей лучше предлагать мотыля, червей, опарышей, различных водных личинок, насекомых, попадающих с дождем в воду.

В ряду традиционных и наиболее часто применяемых рыболовами при охоте на плотву наживок (червь, мотыль, ) достойное место в начале осени занимают все еще и летние, но животные, приманки – личинки стрекозы, ручейника, рачок бокоплав. При ловле крупных рыб их нужно насаживать на крючок по несколько штук.

Среди необычных для многих рыболовов наживок можно считать используемую некоторыми любителями плотвы личинку опарыша после ее окукливания.

Прикормки

Отправляясь на плотвиную рыбалку в сентябре, нельзя забывать, что ее эффективность напрямую связана с использованием прикормочных смесей. Прикормка остается, как и летом, актуальна, но подавать ее нужно строго дозированно, а вот в состав не стоит включать слишком крупные частицы ингредиентов.

Главное в сентябрьской прикормке – пригласить плотву «к столу», подав ей аппетитное блюдо, но в небольшом количестве, которое бы ее не насытило. Хорошая для сентября прикормка может содержать панировочные сухари, толокно и жмых, которые смешивают с сушеными мотылем или дафниями. Эффективность смеси значительно возрастет, если в нее ввести еще и немного животного корма – рубленых червей и/или живого мотыля. Лучшим утяжелителем для плотвиной прикормки в сентябре можно считать сухую измельченную глину.

На месте прикормочную смесь увлажняют, тщательно перемешивают и дают набухнуть. После готовят шары, которые и отправляют в воду, в место ловли плотвы. Погуляв полчаса по берегу, можно начинать ловить рыбу.

Октябрьская плотва

Октябрь приносит на водоемы уже приличное похолодание. Плотва сбивается в стаи и уже постоянно находится в глубоких местах, где и будет зимовать. Найти ее сложнее, хотя можно ориентироваться на рельеф берегов, на затопленные деревья, места с коряжником и прочие аномалии. Удачливыми могут оказаться участки, следующие за перекатами, у впадения в водоем речек.

Ловить ее в этот период лучше на маховые удилища, а, учитывая непостоянный клев, лучше брать на водоем сразу две снасти. Удилища должны быть легкими, иметь жесткий комель и мягкую верхнюю часть. Оснасток, отправляясь ловить плотву в октябре, нужно сразу подготавливать 5…6 шт. на каждое из удилищ. Они должны быть сделаны из разных лесок, огрузки, поплавков, поводков различной длины. Лески желательно ставить потоньше, меньше 0,1 мм. Подходящие крючки №20…№24 бронзового, черного, красного цветов. Огрузку можно применять полностью или частично распределенной. Поплавки обязательно ставить чувствительные, спортивной формы, с удлиненной пластиковой антенной, длинным утяжеленным килем.

Успешно ловят плотву в октябре и на фидер. Его длина выбирается в пределах 3,1…3,6 м, а вот тест должен быть до 70…100 г. Подойдет 2500…3000 номера. Основной может быть монолеска 0,2 мм; поводки 0,16…0,18 мм; подходящие крючки №10…№12. Кормушки выбирают по условиям охоты на плотву – тихая вода, течение, наличие ветра и волны.

Поклевки плотвы в октябре вялые и очень осторожные, поэтому их сложно заметить даже на чувствительной снасти. Подсекать необходимо сразу, без промедлений. Рыба осенью упитанная, полная сил, потому сопротивляется сильно. Форсировать вываживание не нужно. Хорошее, упругое удилище быстро ее утомит, вот тогда следует подтягивать добычу к берегу. Чтобы не расстаться с ней, необходимо применять подсачек.

Пойманная в октябре плотва отличается жирностью, отличным вкусом и будет хороша и для приготовления ухи, и для жарки, и для вяления.

Насадки

Октябрь – месяц, в который плотва уже почти полностью отказывается от растительных насадок и клюет на них очень редко. Ловится она массово больше на наживки животного происхождения. Самыми используемые в это время являются черви (лучше навозные), мотыль и опарыш. Характерно то, что насаживать на крючок в октябре можно кусочки червя и даже опарыша. Такие порции приманок становятся для нее более привлекательными, чем большие по объему. В это время рыба меньше поддается «очарованию» приманок-бутербродов, которые ранее для нее были одним из лучших лакомств.

Самой эффективной октябрьской животной приманкой на плотву считается мотыль. Но его нужно уметь подносить рыбе, иначе и он не поможет сделать рыбалку успешной.

На отдельных больших и средних водоемах крупная плотва в октябре все еще ловится на консервированную кукурузу, распаренную перловку, горошек. Для таких насадок ставят желтые крючки № 18 (на перловку) или №16…№18 (на горошек, кукурузу).

Прикормки

В октябре для успешной плотвиной охоты также важно прикормка. Причем можно использовать темную по цвету смесь (коричневую, красную) и светлую (оранжевую, желтую). Обе в октябре одинаково хорошо привлекают плотву и на темном, и на светлом дне.

Последнее не позволяет говорить о какой-то универсально прикормочной смеси для плотвы в октябре. Поэтому рыболову, придя на водоем за плотвой, придется экспериментировать, чтобы найти самый подходящий состав прикормки. Единственным условиям ее эффективности можно считать необходимость вводить в ее состав животные добавки – порубленных мелко червей, сухой или живой мотыль, опарышей.

Ноябрьская плотва

Ноябрь – конец осени и самый холодный в ней месяц. Плотва практически большую часть суток не двигается, клюет очень редко ранним утром и после 15…16 час. Причем время более-менее нормального клева может быть не более часа в день. В это время можно пробовать ловить ее на мормышку, используя кивок на конце длинного, например, мохового удилища. Мормышка должна быть не тяжелой, небольшой, подходить по цвету и форме на водяного жука; ее игру тоже нужно подстраивать под движения этого насекомого.

Ловля плотвы в ноябре осложняется наступлением морозов, которые начинают потихоньку сковывать поверхности водоемов, особенно в средней полосе и выше расположенных регионах. В такое время о рыбалке уже не думают, а ждут ледостава и первого льда.

В ноябре плотву можно найти и на летних ее стоянках, но, если там присутствуют большие глубины. Среди мест, которые предпочитает рыба в ноябре, – тихие заливы с не очень заиленным дном, не заросшие травой и имеющие глубину более метра. Могут подарить хороший улов небольшие по глубине ямы у обрывистых берегов; большим плюсом будет наличие наклоненного над ней дерева. Часто плотва встречается в ноябре у кромки зарослей камыша.

В ноябре успешность ловли плотвы зависит сильно от снасти: она должна обладать высокой чувствительностью и быть предельно тонкой. Длины удилища хватит в 5…6 м; леска 0,08 мм; поплавок в 0,4 г грузоподъемностью, огрузка разнесенная, состоящая минимум из двух дробинок.

Насадки

В ноябре можно уже полностью забыть о растительных насадках, используемых для охоты на плотву. Она клюет только на их животные виды – навозного червя, опарыша, мотыля, различных личинок. Самое интересное, что можно использовать и окуклившихся опарышей. В некоторых местах рыболовы ловят плотву в ноябре на мясо из речных ракушек.

Наживку в воде лучше подергивать – плотва лучше реагирует на такую тактику ловли.

Прикормки

От прикормки в ноябре тоже не стоит отказываться. Только их состав должен быть качественно подобран, чтобы заставить подойти к месту ловли рыбу, разыграть у нее аппетит.

Прикормочная смесь для ноябрьской ловли рыбы должна быть практически без питательных ингредиентов. Ее главная задача в воде – создать облако мути. В состав прикормки могут входить: панировочные сухари, перемолотый жаренный геркулес, а также жмых. А чтобы она стала по настоящему эффективной, добавьте в нее аквариумный корм (сушеные дафнии).

Замешивать подготовленную прикормочную смесь нужно, как и летом, только на водоеме. Как утяжелитель можно использовать прибрежный грунт. Некоторые рыболовы к ноябрьской прикормке добавляют сухое молоко, жаренный арахис, яичный порошок. Качество смеси можно увеличить, добавив мотыля, опарыша, рубленых червей.

Для быстрого развала шара прикормки на дне, в него, при формовании, добавляют пищевую соду, смешанную с лимонной кислотой или сухой квас. Они не только быстро развалят комок, но и поднимающимися пузырьками привлекут рыбу.

В ноябре не стоит добавлять в прикормку жирные масла; или можно ограничиться их небольшим количеством. Очень осторожно нужно обходиться с ароматизаторами – переборщив с количеством, вы можете легко испортить ими свою рыбалку.

Рыбацкие нюансы ловли на перловку в сентябре

Никто не будет спорить, что перловка — это одна из самых популярных рыбацких насадок. Перловку можно считать универсальной приманкой, ведь на нее хорошо отзываются практически все мирные рыбы. 

Лучше остальных на перловку клюют плотва, карась, подлещик. От перловой насадки не откажется также карп, сазан, лещ.  

Изменяется ли что-либо в приготовлении и самой ловле на перловую крупу с наступлением осени? Давайте разбираться. 

Перловка — универсальная вещь для рыболовов

Минимум ароматизаторов

Чем удобна перловка для рыболовов, так это тем, что на нее можно и ловить и прикармливать.  

Даже в первых числах сентября, вода ночами существенно охлаждается, и за день не успевает прогреваться, даже если днем достаточно жарко. 

А потому ароматизаторы постепенно утрачивают свою актуальность и эффективность. И зачастую на простую перловку (без добавления аттрактантов) клюет значительно лучше. Но в первой половине сентября, ароматизаторы все еще работают. Но нужно добавлять их, буквально, по капле. Чтобы еле-еле. 

В ином случае рыба надолго уйдет от прикормленного места. Незнакомый и сильный запах насторожит осторожных рыб. 

 Крючок под размер перловки

Крупные зерна перловки а крючок насаживают по одной штуке, если сами крупинки мелкие, то можно по два. 

Крючок подбирается не по рыбе, а под насадку. В данном случае под зерна перловки.  Есть одно рыбацкое правило — зерно перловки и цевье крючка не должны соприкасаться. При такой насадке рыба не сможет почувствовать подвох, и подсечка наиболее вероятна.  

Карась на перловку в сентябре

Точечное прикармливание

В сентябре рыба легко заинтересовать. Ее внимание привлекает все, что падает сверху. И на прикормленном месте (все той же перловкой) клюет практически на каждом забросе. Если поклевки не произошло, то можно перезабросить оснастку, как можно ближе к прикормленной точке. 

Старайтесь не подкидывать прикорм дальше поплавка, так как и рыба уйдет за прикормом. Лучше не до него примерно с полметра, тогда и клев можно смело гарантировать. 

На перловку можно ловить чуть ли не до самых заморозков.

Карась | Советы рыбакам

Карась это рыба семейства карповых рода карасей. В наших водоемах встречаются два представителя этого вида известные рыболовам под названиями «серебряный» и «золотой».

Золотого карася сегодня можно встретить все реже и реже. Из водоемов его вытесняет более проворный и адаптированный серебряный.  Отличий в питании этих двух видов практически нет, поэтому выбрать какого карася поймать практически не возможно.

Ловля весной

В весеннее время ловлю карася обычно начинают с последних недель апреля. В это время он уже проснулся и начинает активно искать корм после спячки. Бывает так, что весна приходит рано, и в этом случае необходимо ориентироваться на температуру.

Ловлю карася ранней весной можно начинать через неделю после схода льда. Так же необходимым условием является прогрев воды хотя бы до 5 градусов. Но в водоемах с твердым дном карась может клевать и при отрицательной температуре.

Пик активности этой рыбы приходится на конец апреля и начало мая, когда начинает появляться подводная растительность, а с ней и микроорганизмы, составляющие рацион карася. В это время карася можно ловить буквально руками, так как он подплывая к траве, часто застревает на мели.

В середине мая у карася начинается нерест, но в зависимости от погодных условий, он может надолго затянуться. Как правило, если в мае стоит хорошая солнечная погода, а температура воды достигает 15 градусов, то можно с уверенностью сказать, что в первых числах июня у него начнется жор.

Ловля летом

Летняя ловля карася намного сложнее, чем весной, и шансы поймать трофей летом не велики. В первый месяц лета сложнее всего, нужно обращать внимание на размеры и глубину водоема. Вода могла не прогреться достаточно и тогда клев будет вялым.

Июль более благоприятен для рыбалки. Сейчас можно сказать наверняка, что карась уже отнерестился и активно питается. Тем не менее в этот месяц успех сильно зависит от времени ловли.

Пик клева приходится на утренние часы примерно до 8-9 утра и вечернее время с 7-8 часов и до заката. Так же следует отметить, что в июле в солнечные дни хорошо ловится молодь карася, конечно, это не трофеи и даже не «ладошечники», но в качестве живца они подойдут идеально.

В августе приходят холодные ночи и время клева карася сдвигается на несколько часов в зависимости от температуры. Чем ближе к сентябрю, тем позже начинается активный клев.

Ловля осенью

В сентябре температура воды падает, и подводная растительность начинает отмирать. В этом месяце карась собирается в стаи и ищет корм. Залогом успеха рыбалки является правильно выбранное место.

К слову сказать, именно в сентябре мне чаще всего попадаются трофейные особи, вот например карасик прошлого сентября на 1 кг:

Октябрь не редко оставляет рыбаков без улова. Обусловлено это резкими скачками атмосферного давления, к которому чувствительна любая рыба. На удачу следует рассчитывать в первой половине этого месяца, когда карась еще питается.

В середине осени следует использовать некрупные животные приманки, мотыля, опарыша, и мелкого червя. Ловлю следует производить на значительной глубине, где присутствует ил. Именно там карась ожидает морозов.

Ноябрь чаще всего сопровождается ночными морозами и не высокой температурой в дневное время. Рассчитывать на поимку трофея не приходится, так как крупные особи уже практически спят.

Лишь неглубокие водоемы могут подарить хороший улов, но при условии устоявшегося давления и солнечной погоды в течении 2-3 дней.

Ловля зимой

Зимой, как принято считать, карась впадает в спячку, это и правда и нет. Дело в том, что в водоемах с илистым дном рыба действительно зарывается в ил, и ловить ее бесполезно. А вот в крупных озерах, где присутствует хищник, и водоемах карьерного типа (с твердым дном), карася можно ловить.

В связи с прозрачностью воды, обязательным условием является становление льда. Активизация карася зимой наблюдается в светлые солнечные дни, в остальное время лучше переключится на ловлю другой рыбы.

Осенняя рыбалка на карася – Пенсионеррб. Все о пенсии

    От времени суток клев тоже зависит. В летнее время наиболее активно клюет в рассветные часы. После этого активность снижается, но не кардинально. Бывают дни, когда карась активно клюет на всем протяжении светового дня. Весной и осенью особой активности в рассвет или ближе к закату не наблюдается. Клев ровный на протяжении всего дня. Даже несколько усиливается ближе к обеду.

    Успешная рыбалка на карася зависит еще и от используемой прикормки и наживки. Для прикормки я использую специальный состав для карася, купленный в магазине. Добавляю в него ароматизатор и наживку, на которую собираюсь ловить. В основном для наживки использую перловку, опарыша или червя. Летом на червя клюет получше, но мелкий. На перловку – более крупный. Удочку в насаженной перловкой использую для дальнего заброса. С червем – ближе к берегу. Стараюсь выбирать место, заросшее водорослями, но не сильно, а то снастей не напасешься. Закидываю как можно ближе к водорослям.

    Летом карасю особой разницы нет на что клевать – на растительную наживку или червя. Но вот осенью он больше предпочитает червя или опарыша. Причем берет на него не только мелкий, но и достаточно крупный. При этом активность в принципе одинакова и возле берега и на дальний заброс.

    Клев карася осенью несколько отличается от того, как он ведет себя летом. Слету наживку не хватает. Берет медленно, осторожно. Поэтому не стоит подсекать при каждом движении поплавка. Лучше дождаться, когда хорошо возьмет. Есть еще и проблема – мелочь, которая «гоняет» крючок с наживкой, понемногу отъедая от червя и атакует поплавок. Чтобы мелкий карась не сдернул червя полностью я «придавливаю» его перловкой, насаживая одно зерно на крючок после червя.

    

 

 

 

 

 

    Подытоживая мои наблюдения для более успешной осенней рыбалки на карася можно выделить несколько советов:

  • прикормку использовать «магазинную», но добавлять туда перловку и червя, можно – ароматизатор;
  • перловку на прикормку варить минут 40, после чего добавить в нее нерафинированного подсолнечного масла. Можно запаривать перловку в термосе;
  • место выбирать заросшее водорослями, но не слишком. Закидывать в «окна» или за водоросли. Дальность заброса роли не играет;
  • время суток для осенней рыбалки на карася особой роли тоже не играет. Отправляйтесь на рыбалку тогда, когда удобнее;
  • для наживки использовать червя. Можно на этот же крючок добавить зерно перловки;
  • сразу не подсекать, дождаться, когда карась хорошо возьмет наживку.

    Успех осенней рыбалки на карася зависит от конкретного водоема. Для одного водоема вышесказанные советы справедливы в полной мере, для другого – частично, а может быть для какого-то озера они и вовсе не работают. Поэтому необходимо пробовать различные варианты и выбирать свои, основываясь на личном опыте.

Читайте также: поддержание порядка и чистоты в доме

льготную пенсию придется оформлять через суд

самое главное – здоровье

Влияние потепления океана на аэробный диапазон и толерантность к гипоксии черного морского окуня (Centropristis striata)

Abstract

За последнее десятилетие температура океана на северо-восточном континентальном шельфе США (NES США) повышалась быстрее, чем в среднем по миру, и это связано с наблюдаемыми изменениями распределения северной популяции черного морского окуня ( Centropristis striata ). Механистические модели, основанные на физиологических реакциях на условия окружающей среды, могут улучшить прогнозы пригодности среды обитания в будущем.Мы измерили максимальную, стандартную скорость метаболизма и толерантность к гипоксии (S crit ) взрослых особей северного черного морского окуня, чтобы оценить производительность в известном температурном диапазоне этого вида. Для получения максимальной скорости метаболизма использовались два метода: погоня и плавательный лоток, чтобы проверить, различаются ли методы, и если да, то влияние на абсолютный аэробный объем. Подмножество особей содержалось при температуре 30°C в течение одного месяца (30 хронических °C) перед экспериментами для проверки способности к акклиматизации.Абсолютный аэробный объем (максимально-стандартная скорость метаболизма) достиг максимума 367,21 мгО 2 кг -1 ч -1 при 24,4°C, в то время как S крит продолжал увеличиваться пропорционально стандартной скорости метаболизма до 30 °С. Группа 30 хроническая °C демонстрировала значительно более низкую максимальную скорость метаболизма и абсолютный аэробный объем по сравнению с группой с краткосрочной акклиматизацией, но стандартная скорость метаболизма или S крит не были затронуты. Это свидетельствует о снижении производительности процессов потребности в кислороде (т. грамм. сокращение мышц) при температуре выше 24°C, несмотря на поддержание снабжения кислородом. Метаболический индекс, рассчитанный по критерию S crit в качестве оценки потенциального аэробного объема, точно соответствовал измеренному факторному аэробному объему (максимальная/стандартная скорость метаболизма) и снижался с повышением температуры до минимума ниже 3. Это может представлять собой критическое пороговое значение. для видов. Учитывая, что в ближайшие 80 лет в южной части ареала северной популяции прогнозируется повышение температуры на NES США выше 24 °C, вполне вероятно, что ареал черного морского окуня будет продолжать смещаться к полюсу по мере того, как океан продолжает нагреваться.

Образец цитирования: Slesinger E, Andres A, Young R, Seibel B, Saba V, Phelan B, et al. (2019) Влияние потепления океана на аэробный диапазон и толерантность к гипоксии черного морского окуня ( Centropristis striata ). ПЛОС ОДИН 14(6):
e0218390.

https://doi.org/10.1371/journal.pone.0218390

Редактор: Ханс Г. Дам, Коннектикутский университет, США

Поступила в редакцию: 30 января 2019 г.; Принято: 31 мая 2019 г .; Опубликовано: 13 июня 2019 г.

Эта статья находится в открытом доступе, свободна от каких-либо авторских прав и может свободно воспроизводиться, распространяться, передаваться, изменяться, дополняться или иным образом использоваться любым лицом в любых законных целях.Работа доступна в качестве общественного достояния Creative Commons CC0.

Доступность данных: Все соответствующие данные содержатся в рукописи и файлах вспомогательной информации.

Финансирование: Исследование проводилось при поддержке Управления океанических и атмосферных исследований (OAR) Национального управления океанических и атмосферных исследований (NOAA), Программы прибрежных и океанических климатических приложений (COCA) (https://cpo. noaa.gov) , присужденный BS, VS и GS (номер награды NA15OAR4310119).Спонсоры не участвовали в разработке исследования, сборе и анализе данных, принятии решения о публикации или подготовке рукописи.

Конкурирующие интересы: Авторы заявили об отсутствии конкурирующих интересов.

Введение

Морская среда постепенно нагревается в результате изменения климата [1]. Вдоль северо-восточного шельфа США (NES США) годовая температура океана повышается быстрее, чем в среднем по миру [2,3], что приводит к быстрому повышению температуры [4,5] с сильным сигналом потепления весной, летом и осенью [4] .Прогнозируется, что в течение следующих 80 лет температура поверхности моря и дна на НЭШ США повысится еще на 4,1°C и 5,0°C соответственно [6,7]. Современное потепление океана на НЭШ США связывают со сдвигами в распространении многих экономически и экологически важных видов рыб как по широте, так и/или по глубине [7–11], связанными с отслеживанием местных климатических скоростей [12]. Понимание и прогнозирование изменений в распределении рыбы будет иметь важное значение для характеристики потенциальных экологических и экономических последствий, а также для прогнозирования и разрешения конфликтов управления рыболовством [13].

Температура напрямую влияет на скорость метаболизма морских эктотермов [14,15] и, как полагают, устанавливает границы ареалов видов [16–18]. Одним из объяснений влияния температуры на физиологию экзотермических видов является гипотеза термоустойчивости с ограничением кислорода и емкости (OCLTT; [19,20]), которая постулирует, что температурное ограничение возникает из-за несоответствия потребности в кислороде и его снабжения при субоптимальных температурах. , и может в конечном итоге определить метаболически подходящую среду обитания [21]. В этом контексте температурный оптимум возникает там, где абсолютный аэробный объем (ААС), разница между максимальной (MMR) и стандартной скоростью метаболизма (SMR) [22], является самой высокой.SMR — это стоимость содержания организма, которая экспоненциально увеличивается с температурой [15]. MMR первоначально увеличивается с температурой, но может реагировать по-разному при высоких температурах из-за нарушения подачи или использования кислорода. Важно отметить, что измерения MMR могут существенно различаться в зависимости от используемого метода, как правило, исчерпывающей погони или метода плавательного лотка [23,24]. Различные измерения MMR могут повлиять на измерение AAS и, следовательно, на интерпретацию влияния температуры на AAS. Снижение ААС за пределами температурного оптимума связано с разной температурной чувствительностью ММР и СМР [25] и позволяет предположить, что эти температуры субоптимальны.Считается, что ААС представляет собой способность к поглощению кислорода помимо того, что поддерживает поддерживающий метаболизм, и может быть использована для действий, способствующих индивидуальной приспособленности (например, рост, размножение, избегание хищников; [26]). Однако следует отметить, что есть исключения из этой гипотезы, обнаруженные у других видов рыб [27–29], включая наши собственные эксперименты, и это несоответствие далее обсуждается в Jutfelt et al. [30]. Тем не менее, адаптивное преимущество жизни при подходящих температурах для поддержания аэробных возможностей может дать механистическое объяснение моделей распределения рыб.

Общее распределение рыб в значительной степени ограничивается температурными предпочтениями. Доступность кислорода может дополнительно ограничивать метаболически подходящую среду обитания в пределах термальных границ, поскольку растворимость кислорода в окружающей среде снижается с повышением температуры ([31], но см. [32]). В то же время более высокие температуры могут увеличить потребность рыбы в кислороде [33,34], что потенциально может снизить толерантность к гипоксии как из-за снижения растворимости кислорода, так и из-за увеличения потребности рыбы в кислороде [35,36].Устойчивость рыб к гипоксии можно оценить как критический уровень насыщения кислородом (S крит ), который представляет собой % O 2 насыщения воздухом (%O 2 ), ниже которого снабжение кислородом не может соответствовать потребностям поддержания жизнедеятельности. метаболизм. Дальнейшее снижение %O 2 вызывает пропорциональное снижение SMR [37]. Ниже S крита производство АТФ зависит от неустойчивых анаэробных путей, которые могут привести к множеству биохимических проблем, включая накопление анаэробных конечных продуктов и изменения кислотно-основного химического состава [38,39], способствуя ограниченному во времени выживанию, если рыба остается в воде с уровнем кислорода ниже S crit .Как правило, считается, что рыба с низким S crit более терпима к более низким уровням кислорода [40]. Кроме того, S crit дополнительно обеспечивает средства калибровки метаболического индекса (МИ). Дойч и др. [17] предложили MI как отношение поступления кислорода из окружающей среды к потребности животных в кислороде, что фактически является оценкой усредненной по времени факторной аэробной активности вида. По определению, MI равен 1, когда %O 2 окружающей среды равно S crit . MI также содержит критерий зависимости от температуры (E o ), который откалиброван S crit при заданной температуре и учитывает влияние температуры на соотношение подачи кислорода к потребности рыбы. Минимальный МИ 2–5 указывает на способность окружающей среды снабжать кислородом в 2–5 раз быстрее, чем требуется для поддержания метаболических потребностей в состоянии покоя, и считается поддерживающим для населения. Это определило экваториальную границу распространения для разнообразной группы морских рыб и беспозвоночных (обзор в [17]).Измерение S crit и последующий расчет термочувствительного MI оказались полезными для прогнозирования пригодности среды обитания.

Северная популяция черного морского окуня ( Centropristis striata ) на NES США простирается от мыса Гаттерас до залива Мэн и сосредоточена в Срединно-Атлантическом заливе (MAB; [41]). Эти рыбы сезонно мигрируют с края континентального шельфа в более прохладные месяцы на прибрежные глубины (5-50 м) в теплые месяцы ([42,43]; рис. 1). Таким образом, сезонно мигрирующий черный морской окунь испытывает широкий диапазон температур в течение всего года, от 6°C зимой до 27°C в летние/ранние осенние месяцы [44].Хотя это средние сезонные температуры, в этом регионе наблюдаются большие межгодовые колебания температуры поверхности и дна [45,46]. Кроме того, при прогнозируемом удвоении антропогенного содержания СО 2 в атмосфере в ближайшие 80 лет летняя придонная температура может достигать 30°С в южной части ареала черного морского окуня [6]. Это может потенциально ограничить южную прибрежную территорию обитания черного морского окуня. У побережья Нью-Джерси периодические явления гипоксии (например, концентрация O 2 < 2.2 мг л -1 при 14°C) может происходить летом в результате высокой биологической активности [47], подпитываемой апвеллингом богатых питательными веществами вод [48]. Таким образом, в теплые летние месяцы ограничение кислорода в гипоксических регионах вдоль NES США может также уменьшить метаболически доступную среду обитания для черного морского окуня.

Рис. 1. Сезонное распределение черного морского окуня по всему ареалу на северо-восточном шельфе США.

Распространение черного морского окуня показано как среднее значение CPUE пластов (1980–2017 гг.) по данным донной траловой съемки NOAA NMFS (Национальная служба морского рыболовства) (https://www.nefsc.noaa.gov/femad/ecosurvey/mainpage/). Цветные полосы представляют средний CPUE ( кг буксировки -1 ), где более темные оттенки указывают на более высокий средний CPUE. Осенняя съемка NMFS, обычно сентябрь-ноябрь (A; красный) и весна, обычно февраль-апрель (B; синий), распространение черного морского окуня показывает прибрежную и прибрежную среду обитания черного морского окуня соответственно. Зеленый квадрат = место сбора в 2016 г.; зеленый кружок = место сбора в 2017 году.

https://doi.org/10.1371/journal.pone.0218390.g001

Северная популяция черного морского окуня, возможно, уже демонстрирует смещение к полюсу, вероятно, из-за потепления океана [7,49]. Доказательства текущих сдвигов в распределении черного морского окуня получены в основном из данных донной траловой съемки [7]. Лабораторные исследования процессов, сосредоточенные на физиологии организма, позволяют детально изучить механистические отношения между окружающей средой и животным [50]. Результаты этих физиологических исследований полезны для моделирования метаболически подходящей среды обитания на основе параметров окружающей среды [51] и могут быть использованы для моделирования современного распределения черного морского окуня (например,g., [17,52]) и спрогнозировать будущие сдвиги в распределении при продолжающемся потеплении океана.

Это исследование преследовало три цели. Во-первых, мы измерили AAS и S crit (для расчета MI) для северной популяции взрослого черного морского окуня в диапазоне температур, наблюдаемых на берегу, чтобы сравнить, если они есть, температурные оптимумы. Эти параметры потенциально могут быть использованы в будущем для моделирования пригодности местообитаний и оценки будущих изменений в распределении черного морского окуня. Во-вторых, мы проверили способность черного морского окуня акклиматизироваться к экстремально высокой температуре (30 ° C), учитывая высокую вероятность того, что такие температуры станут более распространенными в прогнозах будущего изменения климата.Подгруппа черного морского окуня была акклиматизирована к 30°C в течение одного месяца, и их аэробные характеристики сравнивались с теми рыбами, которые тестировались в условиях краткосрочной акклиматизации. И, наконец, мы сравнили два разных метода измерения MMR, метод погони и метод плавания, чтобы выяснить, какой метод лучше работает для черного морского окуня.

Материалы и методы

Сбор и разведение рыбы

Взрослый морской окунь ( Centropristis striata ) из северной стаи (длина = 221-398 мм, вес = 193.7–700,4 г) были собраны у побережья штата Нью-Джерси, США, на глубине 15–20 м в начале июня с рифа Си-Гирт (40°7’07” с.ш., 73°58’42” з.д.) ловушками (июнь 14–21 2016 г.), а также с местных рифов у Сэнди-Хук (40°28’46” с. ш., 73°57’47” з.д.) на крючки (28 июня – 5 июля 2017 г.). После отлова рыбу помещали в Морскую лабораторию NOAA имени Джеймса Дж. Ховарда при температуре окружающей среды (22 ± 1 °C) и солености (26 ppt) при естественном фотопериоде для лета в Нью-Джерси (14 часов: 10 часов свет: темнота). , и кормили ежедневно до насыщения диетой из песчанки и атерины на время экспериментов по респирометрии.Температуру и соленость воды контролировали ежедневно с помощью YSI (Pro-30; Йеллоу-Спрингс, Огайо, США), а химический состав воды оставался на приемлемом уровне (нитраты < 20 мкМ, нитриты не обнаруживаются, аммиак <0,05 мкМ, диапазон pH 7,98–8,04). ). Рыб акклиматизировали к условиям содержания в неволе как минимум за две недели до испытаний, после чего все подопытные рыбы регулярно питались и находились в хорошем состоянии. Время от сбора рыбы до экспериментальных испытаний составляло от двух до четырех недель. После акклиматизации у рыб измеряли длину (TL мм), вес (г) и метили индивидуально пронумерованными Т-образными бирками Floy, вставленными под спинные лучи. Для каждой температурной обработки рыбу акклиматизировали со скоростью 2°C в день -1 до достижения экспериментальной температуры, а затем выдерживали при заданной температуре обработки не менее 48 часов до начала экспериментов. Мы определили это и ссылаемся на этот процесс как на краткосрочную акклиматизацию. Рыб голодали за 48 ч до начала каждого эксперимента для устранения последствий специфического динамического воздействия [53]. Всего в 2016 и 2017 гг. было использовано 152 экспериментальных рыбы (набор данных S1).

Экспериментальная установка

Экспериментальные резервуары (1200 л) были заполнены обработанной морской водой из залива Сэнди-Хук, которая непрерывно циркулировала по замкнутой системе. Циркуляционная морская вода очищалась с помощью фильтров (песочных и биологических) и УФ-излучения, а соленость была отрегулирована так, чтобы имитировать средние летние придонные воды на берегу Нью-Джерси (32 ± 1 ppt). Экспериментальные температуры были достигнуты с использованием встроенных чиллеров (Aqua Logic Delta Star; Сан-Диего, Калифорния, США) и/или нагревателей с титановым теплообменником (Innovative Heat Concepts, Homestead, Флорида, США) и поддерживались на уровне ±1°C от заданной температуры. .

Скорость метаболизма измеряли с помощью прерывистой респирометрии в соответствии с протоколами, изложенными в Clark et al. [54] и Свендсен и соавт. [55]. Проточные респирометры (13,5 л; оргстекло 23 [В] x 26 [Ш] x 37 [Д] см) помещали в два экспериментальных резервуара (два респирометра на резервуар; четыре респирометра на испытание). Промывочные насосы (Eheim Universal 600 л/ч; Дейзизау, Германия), подключенные к респирометру, использовались для забора воды из термостата окружающей среды для пополнения растворенного кислорода и устранения накопления метаболических отходов внутри респирометра.Продолжительность и время промывок устанавливали прерывистые циклы, которые контролировались в течение заданной временной последовательности с использованием прибора DAQ-M (Loligo Systems; Выборг, Дания) и определялись на основе температуры испытания, так что % O 2 насыщение воздухом (%O 2 ) оставалось выше 75% [56]. См. таблицу S1 для списка прерывистых промывок при каждой температуре. Для каждого закрытого периода измерения (когда промывочные насосы были выключены) скорость снижения концентрации растворенного кислорода в герметичном респирометре использовалась для расчета массовой удельной скорости потребления кислорода, косвенного показателя скорости метаболизма.Замкнутый контур рециркуляции, соединенный с насосом меньшего размера (Eheim Universal 300 л/ч; Дейзизау, Германия), также использовался для равномерного распределения растворенного кислорода внутри респирометра и обеспечения потока воды через оптический мини-датчик погружного датчика кислорода (PreSens Pst3; Регенсбург, Германия). ). Кислородные зонды были откалиброваны в соответствии с руководством поставщика (погружной кислородный зонд PSt3, PreSens GmbH, Регенсбург, Германия) и проверены с помощью YSI (ProSolo ODO; Йеллоу-Спрингс, Огайо, США), который был откалиброван в 100 и 0% O 2 проб воды.Компьютерное программное обеспечение Autoresp (Loligo Systems; Выборг, Дания) и прибор Witrox-4 (Loligo Systems; Выборг, Дания) использовали для непрерывного мониторинга растворенного кислорода и температуры внутри респирометра в ходе эксперимента.

Прерывистая респирометрия также использовалась в экспериментах с гипоксией для контроля CO 2 и накопления метаболитов в респирометре [57]. В этой установке каждый промывочный насос респирометра был подключен к отдельному внешнему резервуару для воды, содержащему одну и ту же системную воду.Во внешнем резервуаре для воды использовался насос (Eheim Universal 1200 л/ч; Deizisau, Германия) для обеспечения равномерного перемешивания и подачи потока через кислородный оптод для контроля источника %O 2 , который служил в качестве перемешивающего устройства. Четыре небольших микродиффузора были соединены с газовым баллоном N 2 [37] и использовались для диффузии газообразного азота и последующего перемещения O 2 во внешней ванне. N 2 выпускали вручную с помощью регулятора продувки азотом (Randor SR5B-580 Airgas; Париж, Франция), что позволяло контролировать PSI внутри канистры и выпускалось во внешний резервуар для воды.Для тонкой настройки %O 2 во внешней водяной бане системная вода периодически закачивалась во внешний резервуар и использовалась для пополнения запасов воды. Все изменения уровней %O 2 проводились в течение периода закрытых измерений, когда экспериментальные респирометры были закрыты для внешнего потока воды, чтобы избежать колебаний уровня %O 2 в отдельных респирометрах.

Эксперименты проводились в диапазоне температур (12, 17, 22, 24, 27 и 30°C).Для экспериментов 2016 и 2017 годов мы провели кратковременную акклиматизацию черного морского окуня перед началом каждого аэробного испытания ( см. раздел «Сбор и разведение рыбы») . В дополнение к краткосрочным испытаниям на акклиматизацию при каждой температуре мы также включили температурную обработку с хроническим воздействием (один месяц) до 30 °C (30 хронических °C), поскольку прогнозы потепления океана в следующем столетии предсказывают летние придонные температуры. достигает 30°С в южной части ареала черного морского окуня [6].Это позволило протестировать текущий потенциал акклиматизации черного морского окуня, оценив влияние длительного воздействия температуры 30°C на аэробную активность и толерантность к гипоксии. Размеры образцов для всех температурных обработок указаны в наборе данных S1.

В попытке выявить максимальную скорость метаболизма (MMR) мы использовали два разных метода: исчерпывающую погоню и плавательный лоток. MMR был протестирован с использованием двух разных методов, поскольку используемый метод может повлиять на результирующую скорость метаболизма и, следовательно, на ААС [23–24,58]. Поэтому было проведено сравнение ААС, полученных методами «погони» и «плавательного лотка».Для метода погони особи черного морского окуня помещались в резервуар для погони диаметром 4 фута, наполненный водой из экспериментальных резервуаров. Рыбу доводили до изнеможения с помощью тактильной стимуляции хвостового плавника. Истощение определяли как момент, когда рыба переставала реагировать на дальнейшую тактильную стимуляцию и воздействие воздуха. Затем рыбу немедленно переносили и запечатывали в индивидуальных респирометрах в течение ~ 1 минуты после окончания погони. Рыба оставалась в респирометрах в течение ~ 23 часов, что позволяло восстановиться и последующее измерение стандартной скорости метаболизма (SMR) [59]. При каждой температурной обработке использовали шестнадцать рыб. При обработке при температуре 30 при хронической температуре °C размер выборки составил девять рыб из-за удаления пяти рыб в плохом состоянии до и двух рыб во время экспериментов. В конце измерений SMR первые двенадцать рыб отдыхали не менее 24 часов, а затем тренировались в плавательном лотке. Последние четыре рыбы каждой температурной обработки оставались в респирометре для тестирования на гипоксию (см. ниже). Для плавательного лотка отдельные рыбы тренировались в акриловом респирометре Бретта (Loligo Systems 90L; Выборг, Дания).Рыбу помещали в рабочую часть лотка (20[В] x 20[Ш] x 70[Д] см) и герметизировали в лотке на время эксперимента. Пропеллер с приводом от двигателя, расположенный внутри желоба и отдельно от рабочей секции, использовался как для ручного изменения скорости, чтобы обеспечить измерения на разных уровнях активности, так и для непрерывного равномерного перемешивания воды (и O 2 ) по всей камере. Лоток был полностью погружен во внешнюю водяную баню (71 [В] x 35 [Ш] x 188 [Д] см) для поддержания постоянной температуры на протяжении всего испытания.Насос (Eheim Universal 1200 л/ч; Deizisau, Германия) использовался для прерывистой промывки новой системной воды в лотковую камеру после периодов измерения и для подачи системной воды во внешнюю ванну во время периодов измерения. Рыбу тренировали по спринтерскому протоколу. Сначала рыбе давали возможность адаптироваться к плавательному желобу в течение 10 минут при минимальном потоке, чтобы обеспечить перемешивание. Затем поток медленно увеличивали до скорости плавания 0,95 BL s -1 , черный морской окунь начал плавать с самой низкой скоростью в течение пятиминутного периода.Рыба адаптировалась к этой скорости примерно за 10 минут. После периода адаптации скорость постепенно увеличивалась в течение пяти минут, пока рыба не начала бежать (обозначается как > 10 рывков с использованием хвостового плавника в течение 30-секундных интервалов и неспособность сохранять положение в рабочей секции без рывкового плавания). Как только рыба достигает своей скорости бега, промывочный насос выключают, а желоб закрывают, чтобы можно было измерить скорость метаболизма. Рыбу удерживали на скорости бега в течение 10 минут или до отказа, определяемого, когда рыба отдыхала у задней решетки более 10 секунд.

Фоновое дыхание измеряли путем взятия фонового MO 2 (MO 2br ) до и после испытания в пустых респирометрах в течение ~1,5 часа. Линейная регрессия между МО 2br до и после МО использовалась для применения поправочного коэффициента к каждому значению МО 2 , зарегистрированному на протяжении всего эксперимента.

Критический %O

2 определений

Эксперименты

Hypoxia (S crit ) были проведены на последних четырех рыбах каждого испытания температурной обработки.Это позволило надежно использовать рыбу, которая уже акклиматизировалась к респирометрам и достигла SMR за одну ночь. S crit измеряли путем постепенного уменьшения %O 2 в респирометрах [37]. Мы измерили ~10%O 2 бинов. Количество бункеров зависело от температуры в зависимости от того, где произошло S crit . Эксперимент начинался при 100%O 2 и постепенно снижался на 10%O 2 (100, 90, 80, 70% и т. д.) до тех пор, пока S крит не был надежно достигнут, на что указывает значительное снижение скорости метаболизма. и отклонение в SMR.Следовательно, по мере снижения толерантности к гипоксии при более высоких температурах количество бинов %O 2 в эксперименте также уменьшалось. В каждом бункере %O 2 было измерено три прерывистых цикла (промывка, ожидание, измерение), которые в совокупности длились ~ 30 минут в зависимости от температуры. Если рыба теряла равновесие или показывала признаки бедствия, эксперимент для этой особи немедленно прекращался.

Заявление об этике

Разведение и эксперименты проводились в соответствии с соответствующими национальными и международными рекомендациями. Рыба была собрана в соответствии с разрешениями № 1610 и № 1717, выданными Департаментом охраны окружающей среды Нью-Джерси. Исчезающие или охраняемые виды не были задействованы. Протоколы лечения и процедуры эвтаназии всех животных, о которых здесь сообщается, были одобрены протоколом № 15–054 Комитета по институциональному уходу и использованию животных Университета Рутгерса. Были приложены все усилия, чтобы обеспечить минимальную боль и страдания. За поведением, кормлением и состоянием рыб следили ежедневно. Любая рыба с явными проблемами со здоровьем или чрезмерным стрессом (т.е. отсутствие аппетита, трудности с плавучестью или ориентацией) в опытах не использовались. Рыбу, у которой не было очевидных проблем со здоровьем и которая демонстрировала сильный стресс, усыпляли передозировкой MS-222 (250 мг/л -1 ). В период с 2016 по 2017 год для экспериментов использовали 152 из 164 рыб. Десять рыб были в плохом состоянии, а две рыбы продолжали испытывать симптомы баротравмы (т. е. экзофтальм) до экспериментов и не использовались. Три рыбы проявили признаки бедствия во время эксперимента и были немедленно удалены и взяты под наблюдение.Когда состояние не улучшалось, рыбу усыпляли. Все эти летальные исходы были связаны с 30 хронических температур °C и 30 °C. Все экспериментальные животные были подвергнуты эвтаназии в конце эксперимента с MS-222 (250 мг/л -1 ) для определения пола рыбы и предотвращения любого потенциального распространения патогенов или инфекционных заболеваний в естественных популяциях, которые могли возникнуть в результате длительное пленение в лаборатории (~ 2 месяца) и осталось незамеченным.

Анализ данных

Рыба MO 2 представлена ​​как удельная по массе (MO 2 : mgO 2 кг -1 ч -1 ) и была рассчитана по наклону снижения насыщения кислородом в течение каждого периода закрытого измерения с использованием уравнение:

где MO 2 — удельная скорость метаболизма (в мгО 2 кг -1 ч -1 ), [O 2 ] t0 — концентрация кислорода (мгО 2 /л) при время t = 0, [O 2 ] t1 — концентрация кислорода в момент времени t = 1, V — объем респирометра (л) без объема рыбы, t — t 1 -t 0 (ч ) относится к одному периоду измерения, а BW – масса тела (кг) рыбы. МО 2 автоматически рассчитывалась после каждого периода измерения в программе AutoResp в ходе эксперимента. Этот расчет был использован как для измерений МО 2 в респирометрах, так и в плавательном лотке. Проверка каждого значения MO 2 проводилась с использованием значений R 2 для каждого периода измерения. Измерения MO 2 со значениями R 2 < 0,9 не использовались.

Стандартная скорость метаболизма была рассчитана на основе усеченного набора данных, за исключением часов повышенных значений MO 2 после тренировки, и с использованием квантиля 20 th данных SMR в пакете calcSMR в R [59].SMR всех рыб измеряли в течение не менее 15 часов в усеченных наборах данных. Вкратце, было создано частотное распределение значений MO 2 из усеченного набора данных, и значение в квантиле 20 th было взято как SMR. Использование квантиля 20 th по сравнению с другими методами (т. е. самые низкие 10%, среднее из 10 самых низких значений) предпочтительнее, потому что значения MO 2 естественным образом колеблются выше и ниже SMR и позволяют избежать потенциальной недооценки SMR [59]. MMR в протоколах погони и плавания определялся как самый высокий показатель MO 2 , зарегистрированный во время соответствующих испытаний.Различие между методами MMR было проанализировано с использованием двухвыборочного теста Welch t , поскольку размеры выборок были неравными. Аэробный объем рассчитывался с использованием обоих методов MMR в абсолютном выражении (AAS = MMR-SMR) и в факторном выражении (FAS = MMR/SMR). В 2016 году тестирование рыбы было ограничено тремя температурами (24, 27 и 30 °C) из-за трудностей с поддержанием температуры, а некоторые особи были протестированы более чем при одной температуре из-за ограниченного количества рыбы, полученной для тестирования. Только рыба, которая использовалась один раз, в конечном итоге была включена в анализ данных 2016 года для обеспечения независимости данных. Отмечалось значительное влияние массы на MO 2 (F 1,117 = 4,651; P <0,05; рис. 2). Поэтому влияние температуры на MO 2 анализировали с использованием однофакторного анализа ANCOVA с весом в качестве ковариации. Апостериорный тест Тьюки HSD использовался для определения значимых парных сравнений между температурами. MO 2 был скорректирован на средний вес рыбы (346,9 г) с использованием оценочных предельных средних из ANCOVA. Расчетные предельные средние значения представляют собой скорректированные по весу MO 2 (MO 2adj ) средние значения и стандартные ошибки для каждой температурной обработки.Эти значения использовались для сообщения результатов и на графиках, где вес оказывал значительное влияние на MO 2 . Кривые для аэробных условий были смоделированы с использованием полиномиальной аппроксимации 3 rd градусов и использовались для оценки температурного оптимума (температура при самом высоком AS).

Рис. 2. Температура и масса тела влияют на стандартную скорость метаболизма черного морского окуня.

SMR (n = 121) для каждой температурной обработки нанесен на график в зависимости от массы тела (г). Подогнанная линия регрессии показывает, что помимо влияния температуры на SMR также влияет масса тела ( P <0.05). 30c = 30 хроническая обработка при °C.

https://doi.org/10.1371/journal.pone.0218390.g002

Q 10 значения были рассчитаны для MO 2adj между приращениями температуры и между диапазоном температур по формуле:

где Q 10 – температурный коэффициент для МО 2 , R 1 – МО 2 при Т 1 и R 2 – МО 2 0 8 при Т

S crit был определен с помощью регрессии ломаной палочки, которая соответствует двум линиям регрессии через данные: одна через область, где МО 2 оставалась стабильной при снижении %O 2 , и одна через часть, где МО 2 уменьшалась линейно с уменьшением %O 2 . Пересечение двух линий регрессии является критической точкой, используемой для S crit [60]. Это было проанализировано с использованием кода R в пакете calcO2crit из [40].Поскольку у нас был размер выборки из четырех рыб на температурную обработку, был проведен анализ мощности для определения статистической мощности этого небольшого размера выборки. Влияние веса на S crit было незначительным ( P> 0,05), поэтому для оценки влияния температуры на S crit использовали однофакторный дисперсионный анализ, а для оценки влияния температуры на S crit использовали тест Тьюки HSD post hoc . определить значимые попарные сравнения между температурами. Метаболический индекс (МИ) рассчитывали по уравнению из [17]:

где φ – метаболический индекс, A O O – это соотношение коэффициентов скорости, B N – масштабирование массы тела, PO 2 – окружающая среда O 2 давление, E o – зависимость базовой скорости метаболизма от температуры, k B – постоянная Больцмана, T – температура. Здесь данные S crit для каждой температурной обработки используются для определения параметров уравнения.

Все статистические анализы были выполнены в R 3.4.3 [61]. Данные были проверены на предмет предположений о нормальности с помощью графика визуальной нормы Q-Q и статистически с помощью теста Шапиро-Уилка, где P > 0,05 указывают на нормально распределенные данные. Однородность оценивали с помощью теста Левена, где P > 0.05 указывает на однородность. Данные, которые не соответствовали предположениям о нормальности, были логарифмически преобразованы перед дальнейшим статистическим анализом. Данные представлены как среднее ± SE, а результаты статистического анализа определены как значимые при P <0,05.

Результаты

Скорость метаболизма и аэробный объем

SMR

значительно увеличивался с температурой (рис. 2A и 2B), и наблюдалось значительное влияние веса и взаимодействия температура*вес на SMR ( P < 0. 05; Таблица 1). Значения SMR, полученные из квантиля 20 th , находились в пределах одного стандартного отклонения от среднего значения усеченного набора данных для каждой рыбы. В то время как результаты для двух методов MMR значительно различались ( P < 0,05 для всех температур), взаимодействие температуры, веса и температуры * веса оказывало значительное влияние на MMR при использовании любого метода ( P < 0,05; Таблица 1). MMR преследования непрерывно увеличивался с температурой, в то время как MMR плавательного лотка увеличивался с температурой до ~ 27 ° C (рис. 3A и 3B).Значения MMR от плавательного лотка были постоянно выше во всем диапазоне температур, чем при методе погони, что указывает на то, что скорость метаболизма, достигнутая во время погони, вероятно, не была максимально возможной для этого вида.

Рис. 3.

Влияние температуры на стандартную скорость метаболизма и максимальную скорость метаболизма, измеренную методом погони и методом плавательного лотка. MMR (закрашенные кружки) и SMR (незаштрихованные кружки) представлены как среднее значение ± стандартная ошибка. нормированный к среднему весу 346.9 г для каждой температурной обработки для метода чейза MMR (A) и метода MMR с плавательным лотком (B). SMR немного отличается между (A) и (B) в зависимости от того, какая рыба использовалась для соответствующего метода MMR. Группа 30 хронических °C обозначена треугольниками. Tukey постфактум значимость между обработками показана буквами, где точки данных с разными буквами указывают на значимое различие ( P <0,05).

https://doi.org/10.1371/журнал.pone.0218390.g003

Несмотря на то, что метод погони не позволил получить MMR, он все же позволил оценить субмаксимальные результаты упражнений в диапазоне температур. MMR, достигнутый с использованием метода Чейза, непрерывно увеличивался с температурой и достиг максимального скорректированного значения 396,65 ± 11,48 мг O 2 кг -1 ч -1 при 30,0 °C (самая высокая измеренная температура; таблица 2; рис. 3А). MMR, измеренный с использованием плавательного лотка, достиг максимума 497,96 ± 21,92 мг O 2 кг -1 ч -1 при 27°C (таблица 2; рис. 3B).AAS с использованием метода плавательного лотка достигла максимума, обычно обозначаемого как «T opt », при ~ 24,4 ° C (рис. 3B). Было выявлено значительное влияние температуры, веса и взаимодействия температура*масса на ААС ( P <0,05), рассчитанное отдельно по обоим методам MMR (таблица 1). Использование различных методов MMR привело к различиям в форме кривой AAS (рис. 4A и 4B) ​​и предполагаемому тепловому оптимуму с последствиями для его интерпретации. Обработка при 24°C была немного завышена и имела большую стандартную ошибку для AAS и MMR при нормализации к среднему весу рыбы 346.9 г, потому что средний вес рыбы при этой температурной обработке составлял 253,9 г (см. рис. S1 для нормированного веса при каждой температуре). Однако при обработке при температуре 24 °C использовался только метод Чейза, который, как мы определили, не дает точной оценки MMR, и поэтому эта завышенная оценка не влияет на наши выводы. Все значения SMR, MMR и AAS с поправкой на вес, а также значения S crit приведены в таблице 2. Значения Q 10 представлены в таблице 3.

Рис. 4.

Влияние температуры на аэробную активность черного морского окуня. Аэробный объем (среднее значение ± стандартная ошибка) черного морского окуня, нормированный вокруг среднего веса 346,9 г при каждой температурной обработке с группой 30 при хронической температуре °C, обозначенной черным треугольником. Буквы обозначают значимость Tukey post hoc между группами, где точки данных, имеющие одну и ту же букву, существенно не различаются ( P <0,05). Кривые аэробного охвата были получены с помощью а) метода MMR Чейза ( y = 180 . 17 + 89 . 15x – 15 . 40x 2 –21 . 55x 3 ; Р 2 = 0 . 878 ) и б) метод купальника MMR ( y = 314 . 36 + 63 . 29x – 68 . 26x 2 -19 . 65x 3 ;R 2 = 0 . 994 ).

https://doi.org/10.1371/journal.pone.0218390.g004

Критический %O

2 и метаболический индекс

Анализ мощности показал, что размер выборки из четырех был достаточным для статистического тестирования (степень = 1 с n = 4, f = 1,71 и sig . уровень = 0,05). Это указывает на достаточную статистическую мощность при размере выборки из четырех рыб, поскольку изменчивость между группами была больше, чем между группами.Критический %O 2 (S крит ) значительно увеличился с повышением температуры (рис. 5; F 5 , 18 = 14,023, P 6) и значительно увеличился с SMR 6 (рис. 5). 6; F 1 , 22 = 107,6, P < 0 . 001 ). Не было существенной разницы между 12 °C (19,65 ± 1,72% O 2 ), 17 °C (21,325 ± 1,75% O 2 ) и 22 °C (21.80 ± 1,21%O 2 ), но S крит значительно увеличивается при 27°С (31,60 ± 1,67%O 2 ) и далее при 30°С (37,875 ± 3,39%O 2 ). Однако недостоверность между 12, 17 и 22°C может быть связана с небольшим размером выборки. МИ уменьшался с повышением температуры (рис. 7), но критический МИ (<1) не наблюдался во время этого эксперимента даже при экстремально высоких температурах. Сообщалось о среднем критическом MI 3,3 для различных морских видов [17], что согласуется со значением, обнаруженным вблизи верхнего температурного предела (~ 24.4°C) найдено здесь и для MMR (рис. 7). FAS и MI имели одинаковую величину и следовали одной и той же тенденции к снижению с повышением температуры (рис. 7), что подтверждает интерпретацию MI как еще одного показателя AS.

Рис. 5. S крит увеличивается с повышением температуры.

S crit представлено как %O 2 для каждой температурной обработки. 30 хроническая обработка при °C обозначена треугольником, и нет существенной разницы между 30 хронической °C и кратковременной акклиматизацией при 30 °C.Для этих точек данных была подобрана линейная регрессия (R 2 = 0,793, P <0,001), показывающая увеличение S крит (например, снижение толерантности к гипоксии) с повышением температуры.

https://doi.org/10.1371/journal.pone.0218390.g005

Рис. 6. Зависимость S crit от стандартной скорости метаболизма.

S крит построен в зависимости от стандартной скорости метаболизма, измеренной во время эксперимента с гипоксией. Для этих точек данных была подобрана линейная регрессия (R 2 = 0.823, P <0,001) и показывает увеличение S crit по мере увеличения скорости метаболизма.

https://doi. org/10.1371/journal.pone.0218390.g006

Рис. 7. Факторный аэробный охват и реакция метаболического индекса на температуру.

Фактор аэробного объема (FAS) и метаболический индекс (MI) в зависимости от температуры. Тенденции иллюстрируют тенденцию к уменьшению обоих показателей по мере повышения температуры. И FAS, и MI являются безразмерными показателями, но оба показателя масштабируются одинаково.

https://doi.org/10.1371/journal.pone.0218390.g007

Хроническое воздействие высоких температур

В группе 30 хронических °C ААС, использующих оба метода MMR, значительно уменьшилось по сравнению с кратковременно акклиматизированными рыбами при 30 °C, которые содержались при этой температуре только в течение недели (рис. 4). Основываясь на различиях Tukey post hoc , SMR существенно не изменился между 30 хронической °C и кратковременной акклиматизацией 30 °C, но было значительное снижение MMR между кратковременной акклиматизацией 30 °C и 30 °C. хронических обработок при °C (рис. 3).Не было существенной разницы в S crit между кратковременной акклиматизацией при 30°C и 30 при хронической температуре °C (рис. 5).

Обсуждение

Основная цель этого исследования заключалась в измерении аэробной активности и толерантности к гипоксии в диапазоне экологически значимых температур для оценки потенциального физиологического воздействия потепления океана на метаболически доступную среду обитания для северной популяции черного морского окуня. Мы измерили скорость потребления кислорода, показатель скорости метаболизма, следуя двум различным протоколам упражнений.Плавательный лоток показал гораздо более высокую скорость метаболизма, что указывает на то, что метод погони не вызывал MMR. Используя MMR с плавательным лотком, мы обнаружили, что пик ААС приходится на 24,4°C. S crit увеличивался с повышением температуры, что характерно для большинства (но не для всех, [62]) животных, включая рыб [57]. Наблюдение, что S crit увеличивалось с температурой пропорционально SMR, в то время как MMR в плавательном лотке не увеличивалось, предполагает, что воздействие высокой температуры не изменяет способность к поглощению и транспорту кислорода.Хроническое воздействие температуры 30°C не привело к изменению SMR или S crit , но к значительному снижению AAS привело к снижению MMR (при использовании обоих методов), что подразумевает отсутствие потери способности снабжать кислородом, как это оценивается по S crit . Вместо этого это предполагает снижение мышечной функции, ограничивающее максимальную производительность при более длительном воздействии теплых температур, которое не ограничивается способностью снабжать кислородом.

Абсолютный AS обычно увеличивается с температурой до точки, часто называемой «тепловым оптимумом», а затем снижается при более высоких температурах, что приводит к примерно колоколообразной кривой.Эта кривая была идентифицирована у рыб, которые включают, помимо прочего, молодь европейского морского окуня Dicentrarchus labrax [63], тюрбо Scophthalmus maximus [64], кижуча Oncorhynchus kisutch [65] и нерки. Oncorhynchus nerka [66]. Однако в некоторых исследованиях были обнаружены кривые с левым или правым наклоном (например, [27]), в то время как в других обнаружено, что ААС продолжает повышаться до критической (летальной) температуры для вида (т.грамм. [29, 67]). В нашем исследовании кривая AAS черного морского окуня имела более колоколообразную форму с предполагаемой оптимальной температурой 24,4°C. С учетом этого вывода южную часть ареала черного морского окуня следует считать термически оптимальной, поскольку температура у дна обычно составляет 24–26°C летом ([46,68]; из региональной модели ESPreSSO восточного побережья США, [69]). . Однако, если потеря ААС при более высоких температурах связана с нарушением мышечной деятельности, а не с потенциальным поступлением кислорода, то 24°C может представлять собой максимально переносимую температуру, а не температуру, обеспечивающую оптимальную работоспособность.В поддержку этой интерпретации можно отметить, что МИ (который точно соответствует FAS) снижается с повышением температуры до уровней (~3 при 27°C у черного морского окуня), которые, как известно, ограничивают географический ареал некоторых видов [17]. В то время как средняя придонная температура в южной части северной популяции черного морского окуня составляет около 24 °C в летние месяцы, все еще наблюдается постоянное расширение их ареала на север до более низких температур [70], что также позволяет предположить, что температура, вызывающая максимум ААС на самом деле не оптимален.Важно отметить, что ААС — это всего лишь измеренная способность снабжать кислородом при максимальных длительных физических нагрузках [25]. Требуемый объем других метаболических затрат (например, питание, пищеварение; [71]) изменяется с температурой неизвестным образом, а метаболические потребности могут меняться в зависимости от сезона и онтогенеза [54]. Таким образом, в этом случае ААС может быть неподходящим предиктором приспособленности и, по-видимому, не определяет оптимальную температуру и не коррелирует с распределением черного морского окуня. Когда ААС измеряют в лаборатории, важные, но не базовые энергетические потребности (т.е. пищеварение, размножение, рост) удаляются для измерения SMR. Будущие исследования могут выиграть от изучения того, как изменяется аэробная способность, поскольку в эксперименты включаются другие энергетические параметры. Наконец, МИ, который можно использовать для прогнозирования ФАС, может указывать на верхний предел переносимой температуры у черного морского окуня и лучше объясняет распространение этих рыб на север. Этот показатель может быть более уместным для определения метаболически подходящей среды обитания черного морского окуня.

Черный морской окунь при 30 хроническом °C лечении не акклиматизировался, на что указывает отсутствие изменений SMR или S crit и значительное снижение их MMR и AS.Норин и др. [29] аналогичным образом обнаружили, что MMR и AAS у молодых баррамунди значительно снизились после 5 недель при самой высокой температуре исследования (38°C). Однако, в отличие от черного морского окуня в нашем исследовании, SMR молоди баррамунди также снизился после 5-недельного воздействия. Такая же реакция была также обнаружена у короткорогого бычка ( Myoxocephalus scorpius ), у которого SMR восстановился после содержания при 16°C в течение 8 недель до значений SMR, измеренных при 10°C [72]. Снижение SMR может быть компенсаторной реакцией на высокие температуры за счет снижения энергетических затрат, но может сопровождаться снижением MMR.Важно отметить, что черный морской окунь в условиях 30 хронических °C мог страдать от стресса в результате длительного содержания в неволе, что также может привести к снижению ААС; время не позволяло провести контрольное хроническое испытание при более низкой температуре (хотя всех рыб выдерживали не менее 5 дней). Понимание потенциала акклиматизации черного морского окуня будет полезно для будущих исследований, посвященных последствиям хронического лечения при каждой тестируемой температуре.

S crit увеличивался при повышении температуры, что, скорее всего, было вызвано повышением SMR при более высоких температурах, что было показано в большинстве исследований гипоксии рыб (например,грамм. [37]; хотя см. [62]). В группе 30 хронической °C не было значительного снижения толерантности к гипоксии по сравнению с группой кратковременной акклиматизации при 30 °C, что согласуется с отсутствием изменений SMR между двумя обработками при 30 °C. Это говорит о том, что снижение MMR у 30 рыб с хронической температурой °C было вызвано снижением мышечной функции, а не проблемами снабжения кислородом. У черного морского окуня S crit ниже, чем у полосатого окуня Morone saxatilis [73] и летней камбалы Paralichthys dentatus [33] — двух важных видов, обитающих на всей территории МАБ, которые периодически испытывают гипоксию воды в летние месяцы.Однако по сравнению с рыбами, часто испытывающими гипоксию, такими как карась [74], черный морской окунь менее устойчив к гипоксии, особенно в более теплой воде. В соответствии с этим FAS и MI черного морского окуня уменьшались с повышением температуры (рис. 6). В летние месяцы, когда температура придонных вод наиболее теплая вдоль побережья МАБ, периодически возникают гипоксические явления после большого цветения фитопланктона в поверхностных водах. В прошлом эти гипоксические события снижали PO 2 придонной воды ниже ~5.5 кПа (насыщение воздухом 26%; 2,2 мг л -1 при 14°C; [47]), обеспечивая МИ ~1,3 при этих температурах для черного морского окуня. МИ 1,3 дает очень мало аэробных возможностей для деятельности, помимо базовых затрат на содержание, и, вероятно, не позволяет заниматься деятельностью, необходимой для выживания (например, поиск пищи, уклонение от хищников) и приспособленности (например, рост, размножение). Таким образом, такие условия можно терпеть в течение коротких периодов времени, но вряд ли они не способствуют процветанию популяции. При 30°C даже вода, насыщенная воздухом, имеет индекс MI всего 2.6, что близко к физиологическим пределам многих видов [17]. Следовательно, при определении метаболически подходящей среды обитания необходимо учитывать как температуру, так и доступность кислорода, поскольку оба стрессора могут оказывать синергетическое воздействие на физиологию этого вида.

Метод погони не выявил MMR у черного морского окуня, поскольку MMR при использовании метода с плавательным лотком постоянно был выше. Вопрос о том, какой метод, погоня или плавательный лоток, обеспечивает более надежное измерение MMR и AAS [23,75]. Достижение максимальной скорости поглощения кислорода любым методом может зависеть от типа плавания исследуемых видов рыб, которые естественным образом проявляются в дикой природе. Норин и др. [29] целенаправленно использовали метод погони за молодью баррамунди ( Lates calcarifer ), хищником из засады, который обычно плавает быстрыми рывками. В других случаях рыба будет демонстрировать заметное потребление кислорода после тренировки (EPOC; [76]), иногда вызывая MMR через несколько минут или часов после прекращения тренировки [77]. Метод плавательного лотка может быть более экологически значимым для плавания на выносливость, демонстрируемого пелагическими рыбами, такими как тунцы [75].Различные методы MMR могут способствовать определенному типу плавания, которое может вызвать усталость рыбы до достижения MMR за счет истощения анаэробных запасов, что является важным фактором ААС [78]. Для этого исследования мы использовали протокол спринта для плавательного желоба, который вызывал такое же резкое плавание, как и в методе погони. Тем не менее, во время протокола погони черный морской окунь почти сразу же переключился на импульсное плавание, сопровождающееся быстрыми поворотами/переворотами, по сравнению с более медленным переходом и непрерывным резким плаванием в плавательном желобе.Различия в MMR между двумя методами могли быть связаны с разными типами плавания, продолжительностью и/или скоростью, которые могли задействовать больше анаэробных ресурсов [79] в методе погони, что приводило к истощению до достижения MMR.

Таким образом, результаты этого исследования показывают, что северная популяция черного морского окуня достигает пика ААС при температуре ~24°C, что теплее, чем в северной части их ареала в NES США. МИ 3,8 в насыщенной воздухом воде, рассчитанный по S crit при 24°C, предполагает относительно ограниченные возможности для устойчивой активности при этой температуре [17].Мы предполагаем, что пик MMR и AAS указывает не на оптимальную температуру, а на максимально переносимую температуру, за пределами которой у черного морского окуня происходит сбой в некоторых субклеточных системах или системах органов, влияющих на работу мышц. В нашем исследовании использовались только особи из северной стаи, которые были собраны летом у береговой линии Нью-Джерси. Метаболические исследования южной стаи (к югу от мыса Хаттерас, Северная Каролина) и/или особей северной стаи в водах за пределами Нью-Джерси могут выявить различия в некоторых из этих физиологических показателей.Однако распространение северной популяции черного морского окуня сместилось к северу [7], и температура на дне этого недавно расширенного местообитания почти на 10°C ниже, чем их кажущийся температурный оптимум для ААС. Мы считаем, что предпочтение более прохладной воды отражает физиологические ограничения при более высоких температурах, в том числе возможное ограничение снабжения кислородом по сравнению с потребностью в росте и размножении (снижение метаболического индекса), несмотря на сохранение способности снабжения кислородом. Однако многие другие факторы, в том числе доступность пищи, дополнительные энергетические затраты (напр.например, уклонение от хищников, спаривание) или более низкие оптимальные температуры для других важных процессов. Это говорит о том, что AAS может быть не самым подходящим предиктором пригодности среды обитания для этого вида. Кроме того, за последнее десятилетие увеличился размер северной популяции черного морского окуня [71], и это увеличение биомассы могло оттеснить часть популяции на север. Несмотря на это, представленные здесь эксперименты с хроническим воздействием предполагают небольшую способность физиологической адаптации к будущим температурам.Термальная среда обитания черного морского окуня может значительно сократиться в южной части МАБ, поскольку температура придонной воды достигает >27°C, и продолжать расширяться в северную часть МАБ, поскольку океанские воды продолжают нагреваться, что влияет на рыбный промысел в этих двух регионах.

Дополнительная информация

S1 Рис. Номализованный вес рыбы при каждой температурной обработке.

Вес черного морского окуня (г), нормализованный к среднему значению 0 и стандартному отклонению 1 для каждой температурной обработки. Группа обработки при температуре 24°C состоит только из рыб, пойманных в 2016 году, и, как видно по разнице почти в одно стандартное отклонение, они были намного меньше, чем остальные экспериментальные рыбы.

https://doi.org/10.1371/journal.pone.0218390.s001

(TIFF)

S1 Таблица. Продолжительность всех прерывистых циклов при каждой температуре.

Каждый прерывистый цикл состоит из периодов промывки, ожидания и измерения. Количество времени, установленное для каждого компонента прерывистого цикла, указано для всех температурных обработок.

https://doi.org/10.1371/journal.pone.0218390.s004

(DOCX)

Благодарности

Мы благодарим Дага Земекиса и капитана Чада Хакера (R/V Tagged Fish) за помощь в сборе черного морского окуня; Richard Brill и Andrij Horodysky за понимание и предложения по дизайну исследования; студенты Морской и научно-технической академии за их помощь в животноводстве; и Лаура Паламара Наззаро за создание и предоставление карт распространения черного морского окуня. Мы также признательны персоналу лаборатории Джеймса Дж. Ховарда NOAA за их поддержку и помощь на протяжении всего исследования.

Каталожные номера

  1. 1.
    Белкин ИМ. Быстрое потепление крупных морских экосистем. Прог Океаногр. 2009; 81: 207–13.
  2. 2.
    Першинг А.Дж., Александр М.А., Эрнандес К.М., Керр Л.А., Ле Брис А., Миллс К.Е. и др. Медленная адаптация в условиях быстрого потепления приводит к коллапсу промысла трески в заливе Мэн. Наука. 2015; 350(6262): 809–812. пмид:26516197
  3. 3.Цезарь Л., Рамсторф С., Робинсон А., Фельнер Г., Саба В. Наблюдаемый отпечаток ослабления опрокидывающей циркуляции Атлантического океана. Природа. 2018; 556(7700): 191–6. пмид:29643485
  4. 4.
    Фридланд К.Д., Харе Дж.А. Многолетние тренды и режимные сдвиги температуры поверхности моря на континентальном шельфе северо-востока США. Прод. полка Res. 2007;27(18): 2313–28.
  5. 5.
    Кавано М.Т., Реубан Дж. Э., Луис К. М.А., Дони С.К. Тридцать три года потепления бентоса в океане вдоль Ю.S. Северо-восточный континентальный шельф и склон: закономерности, движущие силы и экологические последствия. J Geophys Res Ocean. 2017;(122): 1–16. пмид:29497591
  6. 6.
    Саба В.С., Гриффис С.М., Андерсон В.Г., Винтон М., Александр М.А., Делворт Т.Л. и др. Усиленное потепление северо-западной части Атлантического океана в условиях изменения климата. J Geophys Res Ocean. 2016; 120: 1–15.
  7. 7.
    Kleisner KM, Fogarty MJ, McGee S, Hare JA, Moret S, Perretti CT, et al. Распространение морских видов смещается на Ю.S. Северо-восточный континентальный шельф в условиях продолжающегося потепления океана. Прог Океаногр. 2017; 153: 24–36.
  8. 8.
    Морли Дж.В., Селден Р.Л., Латур Р.Дж., Фрелихер Т.Л., Сигрейвс Р.Дж., Пинский М.Л. Прогнозирование изменений термальной среды обитания для 686 видов на континентальном шельфе Северной Америки. ПЛОС Один. 2018;13(5): e0196127. пмид:29768423
  9. 9.
    Кляйснер К.М., Фогарти М.Дж., МакГи С., Барнетт А., Фратантони П., Грин Дж. и др. Влияние скорости субрегионального климата на распространение и пространственную протяженность сообществ морских видов.ПЛОС Один. 2016;11(2): e0149220. пмид:265
  10. 10.
    Най Дж. А., Линк Дж. С., Заяц Дж. А., Оверхольц В. Дж. Изменение пространственного распределения рыбных запасов в зависимости от климата и численности популяции на континентальном шельфе северо-востока США. Mar Ecol Prog Сер. 2009; 393: 111–29.
  11. 11.
    Белл Р.Дж., Ричардсон Д.Э., Хэйр Дж.А., Линч П.Д., Фратантони П.С. Анализ влияния климата, численности и размера на распределение морских рыб: пример, основанный на четырех запасах северо-восточного шельфа США.ICES J Mar Sci. 2015;72(5): 1311–1322.
  12. 12.
    Пинский М.Л., Ворм Б., Фогарти М.Дж., Сармьенто Д.Л., Левин С.А. Морские таксоны отслеживают местные климатические скорости. Наука. 2013; 341: 1239–1242. пмид:24031017
  13. 13.
    Пинский М.Л., Рейгондо Г., Кэдделл Р., Паласиос-Абрантес Дж., Спийкерс Дж., Чунг В.В.Л. Подготовка управления океаном для видов, находящихся в движении. Наука. 2018;360(6394): 1189–1192. пмид:29
    5
  14. 14.
    Verberk WCEP, Bartolini F, Marshall DJ, Pörtner HO, Terblanche JS, White CR и др.Может ли физиология дыхания предсказать тепловые ниши? Энн Н.Ю. Академия наук. 2016;1365(1): 73–88. пмид:26333058
  15. 15.
    Кларк А., Джонстон Н. Масштабирование скорости метаболизма в зависимости от массы тела и температуры у костистых рыб. Дж Аним Экол. 1999;68(5): 893–905.
  16. 16.
    Портнер Х.О., Фаррелл А.П. Физиология и изменение климата. Наука. 2008; 322(800): 690–692.
  17. 17.
    Дойч С., Феррел А., Зайбель Б., Пёртнер Х.О., Хьюи Р.Б. Изменение климата ужесточает метаболические ограничения в морской среде обитания.Наука. 2015;348(6239): 1132–1136. пмид:26045435
  18. 18.
    Пейн Н.Л., Смит Дж.А., ван дер Меулен Д. Е., Тейлор М.Д., Ватанабэ Ю.Ю., Такахаши А. Температурная зависимость производительности рыб в дикой природе: связи с биогеографией видов и физиологической термостойкостью. Функция Экол. 2016;30(6): 903–912.
  19. 19.
    Фрай Ф., Харт Дж. Связь температуры с потреблением кислорода золотыми рыбками. биол. Бык. 1948; 94(1): 66–77. пмид:18

    9

  20. 20.
    Пёртнер ХО.Ограничение кислородом и емкостью термоустойчивости: матрица для интеграции стрессовых воздействий, связанных с климатом, в морских экосистемах. J Эксперт Биол. 2010; 213(6): 881–893. пмид:201
  21. 21.
    Пёртнер Х.О., Кнуст Р. Изменение климата влияет на морских рыб из-за кислородного ограничения термоустойчивости. Наука. 2007; 315(5808): 95–97. пмид:17204649
  22. 22.
    Шульте ПМ. Влияние температуры на аэробный метаболизм: к механистическому пониманию реакции экзотермов на изменение окружающей среды.J Эксперт Биол. 2015; 218(12): 1856–1866. пмид:26085663
  23. 23.
    Норин Т., Кларк Т.Д. Измерение и значимость максимальной скорости метаболизма у рыб. Дж. Фиш Биол. 2016;88(1): 122–151. пмид:26586591
  24. 24.
    Раммер Дж.Л., Биннинг С.А., Рош Д.Г., Йохансен Дж.Л. Методы имеют значение: учет двигательного режима и техники респирометрии при оценке скорости метаболизма рыб. Консерв Физиол. 2016;4(1): корова008. пмид:27382471
  25. 25.
    Фаррелл АП. Прагматический взгляд на аэробные возможности: пик, резкое падение, пейджус и распределение.Дж. Фиш Биол. 2016;88(1): 322–343. пмид:265

  26. 26.
    Портнер Х.О., Пек М.А. Влияние изменения климата на рыбу и рыболовство: к пониманию причин и следствий. Дж. Фиш Биол. 2010;77(8): 1745–1779. пмид:21078088
  27. 27.
    Хили ТМ, Шульте ПМ. Термическая акклиматизация не является необходимой для поддержания широкого температурного диапазона аэробных возможностей у обыкновенного киллифиша ( Fundulus heteroclitus ). Физиол Биохим Зоол. 2012;85(2): 107–19. пмид:22418704
  28. 28.Gräns ​​A, Jutfelt F, Sandblom E, Jönsson E, Wiklander K, Seth H, et al. Аэробный охват не может объяснить пагубное воздействие на рост, вызванное потеплением и повышенным содержанием CO 2 у атлантического палтуса. J Эксперт Биол. 2014;217(5): 711–717.
  29. 29.
    Норин Т., Мальте Х., Кларк Т.Д. Аэробный диапазон не позволяет предсказать поведение тропической эвритермной рыбы при повышенных температурах. J Эксперт Биол. 2014;217(2): 244–251. пмид: 24115064
  30. 30.
    Ютфельт Ф., Норин Т., Эрн Р., Овергаард Дж., Ван Т., Маккензи Д.Дж.Термическая устойчивость с ограничением кислорода и емкости: размытие экологии и физиологии. J Эксперт Биол. 2018;221: jeb169615. пмид:29321291
  31. 31.
    Либес С.М. Введение в морскую биогеохимию. Нью-Йорк: John Wiley & Sons, Inc., 1992.
  32. 32.
    Verberk WCEP Bilton DT, Calosi P Spicer JI. Снабжение кислородом водных экзотерм: парциальное давление и растворимость вместе объясняют биоразнообразие и размеры. Экология. 2011;92(8): 1565–1572 пмид:213
  33. 33.Капоссела К.М., Брилл Р.В., Фабрицио М.С., Бушнелл П.Г. Метаболические и кардиореспираторные реакции камбалы летней Paralichthys dentatus на гипоксию при двух температурах. Дж. Фиш Биол. 2012;81(3): 1043–1058. пмид:22880736
  34. 34.
    Дель Торо Сильва FM, Миллер Дж. М., Тейлор Дж. К., Эллис Т. А. Влияние кислорода и температуры на рост и метаболические характеристики Paralichthys lethostigma (Pleuronectiformes: Paralichthyidae). J Exp Mar Bio Ecol. 2008;358(2): 113–123.
  35. 35.
    Макдоннелл Л.Х., Чепмен Л.Дж. На краю теплового окна: влияние повышенной температуры на метаболизм покоя, толерантность к гипоксии и верхний критический температурный предел широко распространенной африканской цихлиды. Консерв Физиол. 2015;3. пмид:27293734
  36. 36.
    Коллинз Г.М., Кларк Т.Д., Раммер Д.Л., Картон А.Г. Толерантность к гипоксии сохраняется в генетически различных субпопуляциях культовых тропических австралийских костистых рыб (Lates calcarifer). Консерв Физиол.2013;1
  37. 37.
    Шурманн Х., Штеффенсен Дж. Ф. Влияние температуры, гипоксии и активности на метаболизм молоди атлантической трески. Дж. Фиш Биол. 1997; 50: 1166–80.
  38. 38.
    Нильссон GE, Реншоу GMC. Стратегии гипоксического выживания у двух рыб: крайняя толерантность к аноксии у североевропейского карася и естественное гипоксическое прекондиционирование у коралловых акул. J Эксперт Биол. 2004;207(18): 3131–3139. пмид:15299034
  39. 39.
    Зайбель Б.А. Критические уровни кислорода и подавление метаболизма в зонах минимума кислорода в океане.J Эксперт Биол. 2011; 214: 326–336. пмид:21177952
  40. 40.
    Claireaux G, Chabot D. Реакция рыб на гипоксию окружающей среды: интеграция через концепцию Фрая аэробного метаболического масштаба. Дж. Фиш Биол. 2016;88(1): 232–251. пмид:26768976
  41. 41.
    Рой Э.М., Кватро Дж.М., Грейг Т.В. Генетический менеджмент черного морского окуня: влияние биогеографических барьеров на структуру популяции. Рыба побережья Мар. 2012;4(1): 391–402.
  42. 42.
    Musick JA, Mercer LP.Сезонное распространение черного морского окуня, Centropristis striata , в Срединно-Атлантическом заливе с комментариями по экологии и промыслу этого вида. Trans Amer Fish Soc. 1977; 106(1): 12–25.
  43. 43.
    Мозер Дж., Шеперд Г.Р. Сезонное распределение и перемещение черного морского окуня ( Centropristis striata ) в северо-западной части Атлантического океана по данным эксперимента по повторной поимке. J Northwest Atl Fish Sci. 2008; 40: 17–28.
  44. 44.
    Стаймле Ф., Цетлин С., Берриен П., Чанг С.Основной документ источника среды обитания рыб: Черный морской окунь, Centropristis striata , история жизни и характеристики среды обитания. Технический меморандум NOAA NMFS NE 143. 1999;42.
  45. 45.
    Бигелоу ХБ. Исследования акваторий континентального шельфа от Кейп-Код до Чесапикского залива. I. Цикл температуры. Массачусетс: Массачусетский технологический институт и Океанографический институт Вудс-Хоул. 1933.
  46. 46.
    Houghton RW, Schlitz R, Beardsley RC, Butman B, Chamberlin JL.Холодный бассейн Средней Атлантической бухты: эволюция температурной структуры летом 1979 г. Том. 12, Журнал физической океанографии. 1982; 12: 1019–1029.
  47. 47.
    Шофилд О., Роарти Х., Саба Г.К., Сюй Ю., Кохут Дж., Гленн С. и др. Динамика фитопланктона и содержание кислорода в придонной воде во время большого цветения летом 2011 года. Oceans 2012 MTS/IEEE: Использование силы океана. 2012 г.; 1–6.
  48. 48.
    Гленн С., Арноне Р., Бергманн Т., Биссет В.П., Кроули М., Каллен Дж. и др.Биогеохимическое воздействие летнего прибрежного апвеллинга на шельфе Нью-Джерси. J Geophys Res C Океан. 2004;109(12):1–15.
  49. 49.
    Хэйр Дж.А., Моррисон В.Е., Нельсон М.В., Стачура М.М., Титерс Э.Дж., Гриффис Р.Б. и др. Оценка уязвимости рыб и беспозвоночных к изменению климата на континентальном шельфе северо-востока США. ПЛОС Один. 2016;11(2): e0146756. пмид: 26839967
  50. 50.
    Викельски М., Кук С.Дж. Физиология сохранения. Тенденции Экол Эвол. 2006;21(1): 38–46.пмид:16701468
  51. 51.
    Лефевр С., Маккензи Д.Дж., Нильссон Г.Э. Модели, прогнозирующие судьбу популяций рыб в условиях изменения климата, должны основываться на надежных физиологических механизмах. Глоб Чанг Биол. 2017;23(9): 3449–3459. пмид:28168760
  52. 52.
    Мандерсон Дж., Паламара Л., Кохут Дж., Оливер М.Дж. Данные обсерваторий океана полезны для моделирования региональной среды обитания видов с различными вертикальными предпочтениями среды обитания. Mar Ecol Prog Сер. 2011; 438: 1–17.
  53. 53.Chabot D, McKenzie DJ, Craig JF. Скорость обмена веществ у рыб: определения, методы и значение для физиологии сохранения. Дж. Фиш Биол. 2016;88(1): 1–9. пмид:26768969
  54. 54.
    Кларк Т.Д., Сандблом Э., Ютфельт Ф. Аэробные измерения рыб в эпоху изменения климата: респирометрия, актуальность и рекомендации. J Эксперт Биол. 2013;216(15): 2771–2782. пмид: 23842625
  55. 55.
    Свендсен МБС, Бушнелл П.Г., Стеффенсен Дж.Ф. Проектирование и настройка системы респирометрии прерывистого потока для водных организмов.Дж. Фиш Биол. 2016;88(1): 26–50. пмид: 26603018
  56. 56.
    Свендсен МБС, Бушнелл П.Г., Кристенсен ЭАФ, Стеффенсен Дж.Ф. Источники изменчивости потребления кислорода водными животными демонстрируются с помощью имитации постоянного потребления кислорода и респирометров разных размеров. Дж. Фиш Биол. 2016;88(1): 51–64. пмид:26768971
  57. 57.
    Роджерс Н.Дж., Урбина М.А., Рирдон Э.Е., Маккензи Д.Дж., Уилсон Р.В. Новый анализ толерантности к гипоксии у рыб с использованием базы данных критического уровня кислорода (P crit ).Консерв Физиол. 2016;4(1): корова12. пмид:27293760
  58. 58.
    Рош Д.Г., Биннинг С.А., Босигер Ю., Йохансен Д.Л., Раммер Д.Л. Поиск наилучших оценок скорости метаболизма у рыб коралловых рифов. J Эксперт Биол. 2013;216(11): 2103–2110. пмид: 23470659
  59. 59.
    Шабо Д., Стеффенсен Дж. Ф., Фаррелл А. П. Определение стандартной скорости обмена веществ у рыб. Дж. Фиш Биол. 2016;88(1): 81–121. пмид: 26768973
  60. 60.
    Йегер Г.Р., Ульч Д.П. Физиологическая регуляция и конформация: БАЗОВАЯ программа для определения критических точек.Физиол Зоол. 1989;62(4): 888–907.
  61. 61.
    Основная команда R. R: язык и среда для статистических вычислений. Вена, Австрия: R Foundation for Statistical Computing (2017).
  62. 62.
    Вишнер К.Ф., Сейбел Б.А., Роман С., Дойч С., Аутрам Д., Шоу С.Т. и другие. Деоксигенация океана и зоопланктон: очень малая разница в кислороде имеет значение. Научная реклама 2018;4:eaau5180. пмид:30585291
  63. 63.
    Claireaux G, Couturier C, Groison A. Влияние температуры на максимальную скорость плавания и стоимость транспортировки молоди европейского морского окуня ( Dicentrarchus labrax ).J Эксперт Биол. 2006;209(17): 3420–3428. пмид:16
    7
  64. 64.
    Маллех Р., Лагардер Дж. П. Влияние температуры и концентрации растворенного кислорода на скорость метаболизма палтуса и взаимосвязь между объемом метаболизма и потребностью в корме. Дж. Фиш Биол. 2002;60(5): 1105–1115.
  65. 65.
    Раби Г.Д., Кассельман М.Т., Кук С.Дж., Хинч С.Г., Фаррелл А.П., Кларк Т.Д. Аэробный диапазон увеличивается во всем экологически значимом диапазоне температур у кижуча. J Эксперт Биол.2016; 219(12): 1922–31. пмид:27059065
  66. 66.
    Фаррелл А.П., Хинч С.Г., Кук С.Дж., Паттерсон Д.А., Кроссин Г.Т., Лапоинт М. и др. Тихоокеанский лосось в горячей воде: применение аэробных моделей и биотелеметрии для прогнозирования успешности нерестовых миграций. Физиол Биохим Зоол. 2008;81(6): 697–709. пмид:181
  67. 67.
    Лефевр С. Являются ли глобальное потепление и закисление океана заговором против морских экзотерм? Мета-анализ респираторных эффектов повышенной температуры, высокого содержания CO 2 и их взаимодействия. Консерв Физиол. 2016;4(1): корова009. пмид:27382472
  68. 68.
    Кастелао Р., Гленн С., Шофилд О., Чант Р., Уилкин Дж., Кохут Дж. Сезонная эволюция гидрографических полей в центральной части Срединно-Атлантического залива по наблюдениям с планера. Geophys Res Lett. 2008;35(3): 6–11.
  69. 69.
    Уилкин Дж.Л., Хантер Э.Дж. Оценка возможностей моделей циркуляции континентального шельфа в Срединно-Атлантическом заливе в реальном времени. J Geophys Res Ocean. 2013;118(6): 2919–2933.
  70. 70.NEFSC (Северо-восточный научный центр рыболовства). 62-й Северо-восточный региональный семинар по оценке запасов (62-й SAW). 2017; Ссылка Док. 17–03, NEFSC, Вудс-Хоул, Массачусетс.
  71. 71.
    Холт Р.Э., Йоргенсен С. Изменение климата у рыб: влияние ограничения дыхания на оптимальный жизненный цикл и поведение. Биол Летт. 2015;11: 20141032. pmid:25673000
  72. 72.
    Сандблом Э., Гранс А., Аксельссон М., Сет Х. Температурная акклиматизация аэробного объема и пищевого метаболизма у рыб: последствия в экстремальном термическом будущем. Proc R Soc Biol. 2014;281: 20141490. pmid:25232133
  73. 73.
    Лапуант Д., Фогельбейн В.К., Фабрицио М.К., Готье Д.Т., Брилл Р.В. Температура, гипоксия и микобактериоз: влияние на метаболические показатели взрослых полосатых окуней Morone saxatilis . Орган «Дис Аква». 2014;108(2): 113–127. пмид:24553417
  74. 74.
    Яманака Х., Комацу Ю., Юма М. Разница в устойчивости к гипоксии круглого карася и большеротого окуня: последствия для физиологических рефугиумов в зоне макрофитов.Ихтиол Рез. 2007;54(3): 308–312.
  75. 75.
    Киллен С.С., Норин Т., Холзи Л.Г. Влияют ли метод и образ жизни вида на показатели максимальной скорости метаболизма у рыб? Дж. Фиш Биол. 2017;90(3): 1037–1046. пмид:27778342
  76. 76.
    Пламбек М., Ван Дерс М., Штеффенсен Дж. Ф., Тирсгаард Б., Беренс Дж. В. Избыточное постгипоксическое потребление кислорода у атлантической трески Gadus morhua . Дж. Фиш Биол. 2013;83(2): 396–403. пмид: 233
  77. 77.
    Рейди С.П., Нельсон Дж.А., Тан Ю., Керр С.Р.Скорость обмена веществ после тренировки у атлантической трески и ее зависимость от метода истощения. Дж. Фиш Биол. 1995; 47: 377–386.
  78. 78.
    Эйбай-Эрнст Р., Михаэльсен Т.И., Тирсгаард Б., Уилсон Дж.М., Дженсен Л.Ф., Штеффенсен Дж.Ф. и др. Разделение метаболического масштаба: важность анаэробного метаболизма и последствия для гипотезы термоустойчивости с ограничением кислорода и емкости (OCLTT). Консерв Физиол. 2016;4(1): корова019. пмид:27293766
  79. 79.
    Свендсен Дж. К., Тудораче С., Джордан А. Д., Стеффенсен Дж. Ф., Аареструп К., Доменичи П.Разделение затрат на аэробное и анаэробное плавание, связанных с изменением походки у лабриформного пловца. J Эксперт Биол. 2010;213(13): 2177–2183. пмид:20543115

Щука клюет при высоком давлении? Давление для ловли щуки

Чтобы понять, как ловить щуку в непогоду, не стоит штудировать сотни умных книг или смотреть подряд все передачи на телеканале «Охота и рыбалка». Нужно просто отправиться на водоем, взяв с собой «правильный мешочек» — наживку на щуку в пасмурную и ненастную погоду.

А как клюет щука в непогоду, вы увидите уже, прямо на пруду, и очень удивитесь. Ведь в плохую погоду щука клюет лучше, чем в солнечные и ясные дни.

Почему так, давайте разбираться.

Оптимальное давление для ловли щуки

В этот момент многие приманки, на которые щука не клюет в ясную погоду, будут атакованы хищником. Почему, читайте ниже, в разделе «Приманки на щуку в непогоду».

То же самое происходит и в солнечную погоду, когда на большом водоеме поднимается ветер.Рябь в солнечную погоду делает картину подводного мира «мозаичной», зрительное восприятие щуки «давит».

В солнечную ветреную погоду щука атакует больше шума и наживки. В такую ​​погоду большие вертушки – приманка №1 на щуку без всяких исключений.

Ловля щуки в дождь на реке и озере

Дождь без ветра или со слабым ветром также увеличивает шансы поймать крупного хищника на озере или реке. Капли дождя, ударяясь о воду, создают дополнительный «шум» вкупе с волнами и легким ветром.

В такие моменты жирная щука нападает на приманку гораздо большего размера, чем в хорошую погоду.

Один из вариантов, почему это происходит, называется частичной дезориентацией как рыбы, так и хищника в дождь. Белая рыба теряется и не может адекватно отслеживать приближение хищника.

Вертушки на щуку в ветреную погоду – вне конкуренции.

Хищник этим пользуется и пытается использовать этот момент для легкой кормежки добычи.Но сам он дезориентирован, и вместо того, чтобы кормить рыбу, часто нападает или мелькает, очень отдаленно напоминая свои постоянные кормящиеся объекты.

Лучшая приманка на щуку в непогоду

На что клюет щука в непогоду, какие приманки для щуки в дождь или ветер лучше?

Во-первых, следует понимать, что уровень освещенности на водоеме в непогоду сильно снижается. Также сильная рябь или волны препятствуют попаданию света в воду. А на средних и малых глубинах волна или рябь все равно создают мерцающую картинку с быстро бегущими по дну и растениям тенями.

В таких условиях хищник часто дезориентируется и проходит мимо в пределах его досягаемости.

Во-вторых, в таких условиях, в условиях частичной дезориентации хищник гораздо чаще обманывается и принимает блесны и воблеры за естественные объекты питания. Но также часто он может и вовсе не заметить искусственных приманок, если они маленькие или частично замаскированы.

Итак, в непогоду ловим щуку на приманки, отвечающие следующим требованиям:

  • Достаточно крупные приманки и воблеры, способные работать на средних глубинах.
  • Достаточно контрастная и заметная приманка в условиях постоянных визуальных помех.
  • Enough – белый, блестящий, с изгибом или полированный.

Основная задача приманки в непогоду – быть замеченной щукой и дать возможность хищнику атаковать.

Именно поэтому отлично работают большие вертушки, классические и лонги, крупные воблеры с активной игрой, крупные воблеры и крупные поверхностные приманки.

Как ни странно, но с хорошей рябью и волнами, и ходунками, способными оставлять хорошо заметные «усы» на рябь поверхности воды. Мы не можем различить «бусинки» в такую ​​погоду, но, возможно, у щуки они более выражены, чем у нас.

А. Какую приманку на щуку в непогоду оставить дома?

Оставить дома все приманки с матовой (медь, темная латунь) и маскировочной окраской (под темного окуня, под темного карася и др.), все мелкие приманки и приманки без собственной игры (воблеры минноу, мелкие воблеры, мелкие вертушки и осцилляторы).

Нечего делать в непогоду на водоеме с приманками для ловли щуки в траве – не позолота, и хорватская икра. Оставьте их на тихую ясную погоду, когда щука грызет траву. В непогоду щука вместе со стайками кормовой рыбы отходит от опушки травы с мелководья, искать ее стоит на средних глубинах.

Б. Какую приманку на щуку в непогоду брать?

Берите большие яркие блестящие вертушки и вибраторы, воблеры воблерки и шады контрастных цветов, большие попперы и вульвы ярких цветов и отправляйтесь в разгар непогоды на водоем ловить свою самую большую щуку.

Только помните о безопасности на воде, а при усилении ветра и появлении большой волны на больших водоемах выходите на берег, пережидайте этот момент. А при установлении даже ненастной погоды еще раз проверьте свои шансы.

Подробнее по этой теме на нашем сайте:

  1. Октябрь – интересный месяц. С точки зрения рыбалки это вообще не лето и даже не начало осеннего спиннингового эльдорадо….
  2. Осень подходит к концу, не за горами первый ледяной покров, близится пора зимней рыбалки. В некоторых регионах уже есть первые сильные…
  3. Лето вступает в свои права, и водоемы постепенно зарастают водной растительностью. Поднимается на старых остатках молодого тростника, начинает появляться на…
  4. Чтобы ловля щуки в декабре была удачной, наш читатель Александр Васнегин поделился с щучьим сообществом своими секретами.Он расскажет…

Хороший клев щуки зависит от многих факторов. Например, аппетитная приманка, техника проводки, правильный выбор места. Но все вышеперечисленное можно отнести к человеческому фактору – это может повлиять на рыболова. Набравшись опыта, рыбак на уровне интуиции чувствует, на что сегодня будет клевать щука. Но есть такие силы, влияющие на деятельность этого хищника, на которые мы пока не в силах повлиять. Речь, как вы догадались, о погоде.

Каждый рыбак должен знать о благоприятных метеорологических условиях ловли щуки. Ведь по сводкам погоды можно сразу понять, стоит идти на рыбалку или нет. И, самое главное, не пропустите поклев щуки при идеальной погоде. В этой статье вы узнаете о благоприятных погодных условиях для ловли этого хищника в разное время года, а также о том, где искать щуку в летнюю жару, когда ее поклёвки становятся очень редкими; посреди мертвых, в сильные холода и оттепели.

Как погода влияет на ловлю щуки летом.

Большинство рыбаков считают, что поклевка в жаркий жаркий день прекращается полностью. Отчасти это так – в тех привычных местах, где она вчера клюнула, сегодня, под палящим солнцем, ее там не найти. Этот полосатый разбойник действительно плохо переносит жару, поэтому уходит в более прохладные места — на глубину 5 и более метров. На реках самые крупные особи стараются держаться у русла, где чувствуется течение воды.

Так что в ясные солнечные дни ловля щуки может быть удачной, но только в определенных местах и ​​если подсадить яркую, хорошую приманку.

Но лучшая погода для летней рыбалки – пасмурная. Слабый ветер, над головой летят низкие тучи, мелкая морось или туман. В это время ее можно ловить как у берега, так и на глубине.

Когда вы услышите, что в ближайшее время будет резкое понижение или повышение атмосферного давления, можете смело отправляться на водохранилище.За несколько часов до резкого повышения давления у щуки бывает такая поклевка, которую можно сравнить с весенним жором. Но после этого всплеск активности сменяется полным безразличием к любой наживке, которую вы им предлагаете.

Гроза хороша для поклевки щуки. В то время, когда темная грозовая туча еще не наступила, а уже слышны далекие раскаты грома, этот полосатый хищник клюет «на ура»! Любители ловли щуки, знающие о ней, в оставшиеся до бури часы бросают все и отправляются на водоем.За эти несколько часов можно наловить столько рыбы, сколько иногда удается поймать за целый день.

Погода для осенней ловли щуки.

Классическая осенняя погода – ветерок, небольшой дождь, непрекращающийся день – самое лучшее время для ловли хищника в сентябре и октябре.

В теплые дни, называемые также бабьим летом, поклев щуки не такой интенсивный, как хотелось бы. Цветение воды прекращается, она становится чистой и прозрачной, особенно на солнце.Да и осторожная щука чувствует себя в таких условиях не очень комфортно. Поэтому пытаемся уйти на глубину.

В пасмурные дни со стабильным атмосферным давлением наиболее активный клев наблюдается с 11:30 до 13:30. Но проводить приманку нужно не у дна, а чуть выше.

Где-то с середины октября до самого ледяного покрова у щуки начинается осенний жор, поэтому погода на их ловлю почти не влияет. Они активно охотятся вокруг водоема – и у берега, и на глубине.Теперь у щуки одна проблема – набрать жирок, чтобы пережить тяжелую зиму. Ловятся на любые приманки, как на живца, так и на искусственные.

Влияет ли погода на зимний клев щуки?

На первоею щука ловится просто отлично! Недостаток кислорода еще не так сильно ощущается, поэтому передвигается достаточно активно.

В холодную погоду в сильные морозы щука пассивна и практически не высовывается из своих укрытий (коряги, крупная водная растительность, ямы и другие неровности).Его активность возрастает в ясную солнечную погоду. Но лучший клев щуки будет в период резкого повышения температуры, в оттепели.

Перед весенним таянием льдов зимняя вялость сменяется активностью — наш хищник голодает. И поймать его можно в любую погоду. Но все же в те дни, когда ярко светит солнце, рыбалка будет веселее и продуктивнее.

Ловля щуки весной.

Наконец-то наступило долгожданное потепление, которого ждали все подводные обитатели.Температура воды с каждым днем ​​становится все выше. Теплая солнечная погода – лучшее время для рыбалки. Рядом с щукой начался жор икры, поэтому они клюют почти все, что движется.

При смене погоды и скачках давления клев падает до нуля. Стоит отметить, что погодные условия в период щучьего жора не так сильно влияют на клев, как летом.

На период нереста щуки повсеместно объявлен запрет на ее ловлю.После нереста измученные, обессилевшие хищники не реагируют ни на какую приманку ни в солнечную, ни в пасмурную погоду. Так что после нереста на рыбалку лучше отправиться через неделю-две, когда они заболеют, придут в себя и снова начнут усиленно кормить.

Сентябрь – начало щучьего сезона. С его приходом погода «радует» своей непредсказуемостью, но в это время велика вероятность того, что трофейный экземпляр будет соблазнен блесной или воблер. Ветер – главный враг спиннингиста.И не потому, что щука будет менее активной. Причина в следующем: легкую приманку с силой ветра более 3 м/с забросить сложно. Еще труднее делать прицельные забросы при ловле в заросших ручьях и под свисающими к воде кустами и деревьями.

Легкая приманка и сильный порывистый ветер — понятия взаимоисключающие. Если вы хотите, чтобы на рыбалку было невмоготу, используйте блесны весом от 18 г.

Любая рыба чувствительна к ветру, так как он способствует обогащению воды кислородом.В связи с этим оправдан вопрос о том, какой ветер лучше всего клюет щуку осенью. Проявляет повышенную активность, если дует слабый и теплый ветерок.

Хороший клев прогнозируется, когда юго-западный ветер, а северный и восточный на активности щуки отражается не лучшим образом.

Полное отсутствие ветра обеспечивает комфорт при забросе, но делает рыбу более осторожной. При полном штиле она прекрасно видит рыбака, при этом его скрывает небольшая рябь, и в то же время ветерок не мешает делать точные забросы.

При каком давлении щука успешно ловится осенью

Давление влияет на активность крупного хищника гораздо больше, чем направление и сила ветра. Главное, на что следует обратить внимание спиннингисту осенью, — это стабильность. Если несколько дней стабильно ясно, то это не способствует хорошему клеву, но шансы выше, чем при ежедневно меняющихся условиях. Пасмурные дни почти всегда сопровождаются пониженным давлением. В такую ​​погоду клев более интенсивный.

Лучшее атмосферное давление для удачной ловли щуки осенью – стабильно в пределах от 750 до 760 мм рт. Если за 2-3 дня он существенно не изменился, клев обещает быть хорошим. Для трофея весом 5 кг этот срок продлевается до 4-5 дней.

Прыгающая стрелка барометра, то есть перепады, негативно влияют на активность щуки. Понять, почему по какому-то показателю ловится лучше, просто – осенью барометр часто показывает низкие значения, и с ними мелкая рыба уходит на глубину – там, где предпочитает охотиться зубастый. С появлением достаточного количества корма связана и его активность. В непосредственной близости от него много объектов охоты – он нападает на них, при этом теряет осторожность и не всегда успевает отличить приманку от рыбы.

Ясно или пасмурно

Погодные условия мало влияют на активность щуки. Его ловят и в пасмурную погоду, и в ясные солнечные дни, нужно только добраться до так называемого выхода. Как правило, осенью редко бывает утром.Ближе к 11 часам можно рассчитывать на поклевку, настоящая поклевка начнется во второй половине дня. Однако пасмурная погода предпочтительнее, так как холодная вода прозрачнее и теплее, а яркое солнце помогает хищнику лучше разглядеть объект.

Если небо затянуто тучами, плохое освещение играет на руку рыбаку. Шансов, что щука возьмет подвижную приманку за мелкую естественную рыбу, больше. Облачность напрямую связана с давлением: низкой осенью обычно бывает облачно. Эти два условия определяют повышенную активность рыбы.

Комфортные условия для рыбака и щуки разные. Если спиннингисту приятнее идти на рыбалку, когда ясно, тепло и над головой не висят облака, то хищник выбирает для охоты плохое освещение и давление до 750 мм, которое стабильно несколько дней.

Дождь

В дождливую погоду щука клюет активнее. Она меньше видит происходящее на поверхности воды, четкость размывается каплями дождя. Осадки являются результатом понижения атмосферного давления, и в таких условиях зубастый клев лучше.Если три дня моросит, можно смело отправляться на рыбалку. Вероятность хорошего клева будет высокой.

Осенью бывает, что щука проявляет повышенную активность даже во время сильного дождя. При этом ветер может быть до 5 м/с. С точки зрения рыбака условия не очень комфортные, а для рыбы – наоборот. Вода хорошо обогащается кислородом, ее прозрачность снижается из-за стекающей с берегов грязи.

Хищник теряет бдительность, и не всегда в этой муть способен отличить воблер и приманку от малька.В преддверии зимы аппетит у нее отменный (тот осенний жор), так что трофейные экземпляры в такую ​​ненастную погоду вовсе не редкость.

Реальная осенняя щучья погода

К концу октября уже стоят заморозки, и к этому времени вода остывает настолько, что водная растительность падает на дно. Расширяется район ловли: там, где в сентябре приманки еще цеплялись за траву, теперь они проходят свободно. Проводка полная и эффективная. Щука не любит резких скачков температуры, поэтому по возможности отправляйтесь на рыбалку в те дни, когда:

  • Резких перепадов между дневной и ночной температурой нет;
  • В течение нескольких дней стоит пасмурная погода;
  • Давление стабильное, держится в одной точке более 3-х суток;
  • Погода слабоветренная, направление ветра юго-западное, южное или западное;
  • Капает мелкий дождь.

Восточный ветер с сильным напором не обещает хорошего клева. Чем холоднее ночи, тем позже щука выходит на охоту. Часто клёв начинается только во второй половине дня и длится всего полтора часа.

На мелководье вода остывает быстрее, а когда она становится холодной, биологические процессы в рыбе замедляются. Хищник в такие дни ловится куда глубже.

Как бы ни влияла погода, для ловли щуки осенью главное, чтобы хищник готовился к зиме, а значит, активно кормился.Он еще не экономит силы, поэтому атакует добычу уверенно. Отходов и холостых поклевок в это время значительно меньше, чем летом – если она и клюнет на приманку, то часто заглатывает так, что ее трудно освободить голыми руками.

Чтобы рыбалка удалась, нужно правильно выбрать время ловли. Большое влияние на жизнь подводных обитателей оказывает давление , и щука не исключение. Поэтому перед походом на водоем не лишним будет ознакомиться с показаниями барометра . Рассмотрим давление, при котором щука лучше клюет.

В России Давление измеряется в миллиметрах ртутного столба. Эта величина указывает на силу, с которой атмосфера воздействует на все находящиеся в ней объекты. Нормальным считается показатель 760 мм при температуре воздуха 0°С. Это оптимальное давление для ловли щуки.

Это значение увеличивается с увеличением плотности воздуха и уменьшается с ее уменьшением. Области высокого давления называются антициклонами, низкого – циклонами.

Последние представляют собой вихри, быстро движущиеся в атмосфере и обычно приносящие с собой пасмурную погоду. Антициклоны, в свою очередь, движутся относительно медленно и не несут с облаками

При изменении атмосферного давления изменяется и плотность воды. Поэтому его прыжки влияют на поведение подводных обитателей. От давления зависит, будет ли рыба искать пищу, снизит ли свою активность   или вообще перестанет клевать.

Когда плотность воздуха   и воды меняется, временно снижается его способность ориентироваться в пространстве. При резком скачке рыба перестает есть  до тех пор, пока не привыкнет к новым условиям.

Чем она больше, тем сильнее ее реакция на погодные изменения. Поэтому особенно важно учитывать величину атмосферного давления в том случае, если предполагается трофейных особей.

Влияние давления на поклевку щуки

Поклевка щуки ухудшается  во время перепадов давления. В момент, когда она поднимается или опускается, рыба плохо реагирует на приманки или вообще не обращает на них внимания. В этом случае рыболовы говорят, что щука больна и не поймана. Если эта цифра находится в пределах 2
 и более дней  продержался на один уровень – остается низкий, средний или высокий – можно рассчитывать на хороших уловов.

При ее снижении до 2-3 ​​мм  активность ртутной щуки снижается  но она продолжает питаться. Клев максимально ухудшается или прекращается вовсе при более заметных перепадах давления.

ЭТО ИНТЕРЕСНО.   Некоторые считают, что при повышении давления щука перемещается на мелководье, а при его уменьшении уходит на глубину, поэтому после изменения этого показателя нужно искать рыбу в других точках. Но ясности в этом вопросе нет, так как мнения рыболовов расходятся.

Другие погодные факторы

Чтобы определить, нормально или плохо щука будет клевать в конкретный день, нужно

обратить внимание не только на давление.   Необходимо учитывать и другие факторы,   которые влияют на активность этого хищника:

  • облачность;
  • направление и сила ветра;
  • температура воздуха и воды;
  • уровень воды и ее прозрачность;
  • фаза луны.

Все эти факторы следует учитывать в комплексе .   В этом случае шансы не ошибиться с выбором подходящего дня для выезда на водохранилище будут максимум

Колебания атмосферного давления некоторые люди ощущают очень сильно. Головные боли, предвещающие осадки, предсказывают погоду лучше любого метеобюро. Что делать, ведь атмосфера давит на нас, давит…

А вот представителям ихтиофауны приходится вдвойне тяжело – на них давит и толща воды. Поэтому рыбы гораздо сильнее чувствуют колебания атмосферного давления, чем мы с вами. Но так ли это критично?

В первом приближении рыба, чтобы уменьшить влияние высокого давления, должна просто залезть в более высокие слои воды. А на низком, наоборот, углубиться. Это мнение часто можно услышать. Но если бы это было так, то тот же судак мигрировал бы из более мелких мест в более глубокие и обратно при каждом изменении размера ртутного столба! Однако этого, конечно же, не происходит, и мы ловим судака там, где он обычно присутствует в это время года и время суток.Хорошо, когда есть, куда пойти, а на водоеме с метровой глубиной куда рыбе мигрировать?

Атмосферное давление и, прежде всего, динамика его изменений влияют на активность рыб. Это факт! И я уверен, что доказывать это не стоит.

 предпочитает низкое давление
окунь с окунем – высокий. Это такая, я бы сказал, “стандартная завуалированная схема”. Возможны отклонения как в ту, так и в другую сторону.

Как показывает практика, важно не само значение атмосферного давления, а его динамика — снижение или повышение. Если день или два стабильно
 (без изменений) давление
  (средний, низкий или высокий), , то он явно выигрывает от кусочка .
.

Ну а если рассматривать динамику, то при плавно меняющемся (растущем или падающем) атмосферном давлении клев рыбы соответственно тоже постепенно улучшается или стихает.
 При резко падающем или растущем давлении часто наблюдается либо резкое прекращение поклевки, либо резкое, но кратковременное улучшение, в зависимости от того, какой вид рыбы при каком значении давления чувствует себя лучше.

Перед резким повышением атмосферного давления есть определенный жор, но кратковременный. И как только давление начинает резко повышаться – клев успокаивается, а при дальнейшем повышении и вовсе поймать пятнистого становится делом не из легких…

Одно из лучших времен для поклевки щуки.
связанные с давлением – период, когда давление несколько дней снижалось, а потом вдруг начало расти
. Так вот, за время этого «минимального» давления (т.е. самой нижней отметки, до которой он упал) произошел самый активный клев с момента его падения.Это проверено неоднократно, причем на разных водоемах.

Или вот еще наоборот – ловля с высоким значением атмосферного давления. При своей высокой стоимости клюет заметно хуже.

Конечно, атмосферное давление влияет на клев, но не стоит так превозносить этот фактор. Однако списывать его со счетов было бы большой ошибкой. Просто достаточно сложно уложить все в одну общую схему. Каждый водоем индивидуален, и каждый раз необходимо подстраиваться под его особенности.

От Сататия Алексея Федорова (“”Рыбалка в России”” 05/2012)

Метаболический ответ Скафарки подкренирует тепловой стресс с использованием метаболомики на основе GC / MS

, 1 , 2 , 1 , 3 и 1 Yazhou Jiang

1 Восточно-Китайский научно-исследовательский институт морского рыболовства, Китайская академия рыбохозяйственных наук, Шанхай, Китай

Haifeng Jiao

2 Академия океана и рыболовства Нинбо, Нинбо, Чжэцзян, Китай

Peng Sun

1 Восточно-китайский научно-исследовательский институт морского рыболовства Китайской академии рыбохозяйственных наук, Шанхай, Китай

Fei Yin

3 Ключевая лаборатория прикладной морской биотехнологии, Министерство образования, Университет Нинбо, Нинбо, Чжэцзян, Китай

Baojun Tang

1 Восточно-китайский научно-исследовательский институт морского рыболовства Китайской академии рыбохозяйственных наук, Шанхай, Китай

Академический редактор: Мария Анхелес Эстебан

1 Восточно-Китайский научно-исследовательский институт морского рыболовства, Китайская академия рыбохозяйственных наук, Шанхай, Китай

2 Академия океана и рыболовства Нинбо, Нинбо, Чжэцзян, Китай

3 Ключевая лаборатория прикладной морской биотехнологии, Министерство образования, Университет Нинбо, Нинбо, Чжэцзян, Китай

Автор, ответственный за переписку.

Поступила в редакцию 5 сентября 2019 г.; Принято 20 декабря 2019 г.

Это статья с открытым доступом, распространяемая в соответствии с условиями лицензии Creative Commons Attribution License, которая разрешает неограниченное использование, распространение, воспроизведение и адаптацию на любом носителе и для любых целей при условии надлежащего указания авторства. Для указания авторства должны быть указаны первоначальный автор(ы), название, источник публикации (PeerJ) и либо DOI, либо URL-адрес статьи. Эта статья цитировалась в других статьях в PMC.

Дополнительные материалы

Дополнительная информация 1: GC-MS TIC образцов мантии.(А): контроль (Б): 2 ч (В): 24 ч. Ордината показывает относительное массовое содержание, а абсцисса показывает время удерживания.

DOI: 10.7717/peerj.8445/supp-1

Дополнительная информация 2: Анализ обогащения метаболитов после воздействия теплового стресса. А: 2 часа, Б: 24 часа.

DOI: 10.7717/peerj.8445/supp-2

Дополнительная информация 3: Сводка метаболитов со значительными изменениями в мантии S. subcrenata через 2 часа после воздействия 32 ° C.

DOI: 10.7717/peerj.8445/supp-3

Дополнительная информация 4: Сводка метаболитов со значительными изменениями в мантии S. subcrenata через 24 часа после воздействия 32 ° C.

DOI: 10.7717/peerj.8445/supp-4

Дополнительная информация 5: Потребление кислорода и скорость выделения аммиака у S. subcrenata после воздействия различных температур.

DOI: 10.7717/peerj.8445/supp-5

Дополнительная информация 6: Анализ обогащения метаболитов между 2 и 24 часами после воздействия 32 °C.

DOI: 10.7717/peerj.8445/supp-6

Дополнительная информация 7: Пути обогащения между 0–2 ч, 0–24 ч и 2–24 ч после воздействия 32 °C.

DOI: 10. 7717/peerj.8445/supp-7

Дополнительная информация 8: Матрица данных метаболомного анализа.

DOI: 10.7717/peerj.8445/supp-8

Дополнительная информация 9: Метаболиты со значительными изменениями в мантии S. subcrenata .

DOI: 10.7717/peerj.8445/supp-9

Заявление о доступности данных

Следующая информация была предоставлена ​​относительно доступности данных: анализ обогащения метаболитов между 2 и 24 часами, и все пути, обогащенные после воздействия 32 ° C, доступны в дополнительных файлах.

Abstract

Морские моллюски обычно подвергаются тепловому стрессу.Для оценки влияния теплового стресса на физиологический метаболизм раковины ковчега Scapharca subcrenata моллюсков подвергали воздействию различных высоких температур (24, 28 и 32 °C) в течение 72 часов. Потребление кислорода и скорость выделения аммиака измеряли через 2, 12, 24, 48 и 72 часа. Результаты показали, что скорость метаболизма оболочки ковчега значительно увеличивалась с усилением теплового стресса, сопровождающегося смертностью в ответ на длительное воздействие. Метаболомический подход, основанный на газовой хроматографии в сочетании с масс-спектрометрией, был дополнительно применен для оценки изменений метаболитов в мантии оболочки ковчега при 32 °C.Кроме того, для различных метаболитов был проведен многофакторный анализ и анализ путей. Результаты показали, что тепловой стресс вызывал изменения в энергетическом обмене, обмене аминокислот, осмотической регуляции, метаболизме углеводов и метаболизме липидов через различные метаболические пути. Эти результаты согласуются со значительными изменениями скорости потребления кислорода и скорости экскреции аммиака. Настоящее исследование способствует пониманию воздействия теплового стресса на приливно-отливных двустворчатых моллюсков и проясняет взаимосвязь между реакциями на индивидуальном уровне и лежащей в основе молекулярной метаболической динамикой.

Ключевые слова: Тепловой стресс, Скорость потребления кислорода, Скорость выделения аммиака, Метаболомика, Scapharca subcrenata , Морские беспозвоночные

Введение

экологическая ниша вида (Pörtner et al., 2006; Pörtner, 2010; Ezgeta-Balić et al., 2011). Температура также становится все более серьезным источником стресса для окружающей среды из-за повышения температуры морской воды в результате глобальных изменений климата.За последнее столетие глобальная температура поверхности воды увеличилась примерно на 0,7 °C (Hansen et al., 2006), и прогнозируется ее дальнейшее повышение (Wang et al., 2015). В ответ на изменения окружающей среды организмы обычно корректируют свою метаболическую физиологию, чтобы приспособиться к новым потребностям в энергии (Cheung & Lam, 1995; Lagerspetz, 2006; Zhang et al., 2017). Сообщалось, что температура может влиять на скорость метаболизма морских беспозвоночных, тем самым влияя на энергию, доступную для роста (Gonzalez et al. , 2002). Приливно-отливные двустворчатые моллюски часто сталкиваются с экстремальным тепловым стрессом (Han et al., 2013) и создают надежные модели для изучения адаптации к сильно меняющимся условиям (Davenport & Davenport, 2005; Wang et al., 2015). Таким образом, изучение основных метаболических изменений может помочь понять физиологические изменения, происходящие у двустворчатых моллюсков в ответ на тепловой стресс.

Влияние теплового стресса на энергетический обмен морских двустворчатых моллюсков широко изучалось у многих видов (Соколова и др., 2012), такие как Mytilus galloprovincialis (Anestis et al., 2007), блюдечко Cellana toreuma (Han et al., 2013), Mercenaria mercenaria (Ivanina et al., 2013) и восточная устрица Crassostrea virginica (Casas et al., 2018). Среди многих показателей физиологических реакций на тепловую нагрузку поведение дыхания и скорость метаболизма на индивидуальном уровне (особенно скорость потребления кислорода) широко использовались для оценки физиологического состояния в ответ на толерантность к стрессу или адаптацию во время воздействия теплового стресса (Sobral & Widdows, 1997; Saucedo et al. , 2004; Сара и др., 2008 г.; Дауд и Сомеро, 2013 г.; Фриск, Штеффенсен и Сков, 2013 г.; Ван и др., 2015 г.; Касас и др., 2018). Успешная устойчивость или толерантность требует молекулярной адаптации для компенсации нарушенного метаболизма, вызванного изменениями температуры (Lim et al., 2016). Более того, исследование корреляции между ответами на индивидуальном уровне и молекулярными изменениями полезно для лучшего понимания ответов и регулирующих механизмов с общей точки зрения.В последнее время исследования все больше сосредотачиваются на молекулярной адаптации или устойчивости морских двустворчатых моллюсков к тепловому стрессу, а также на новых аналитических методах, таких как транскриптомика (Lim et al., 2016; Nie et al., 2017; Yang et al., 2017; Juárez et al., 2017). al., 2018; Zhang et al., 2019) и метаболомику (Ellis et al., 2014; Digilio et al., 2016). Ткань мантии моллюсков выполняет множество функций, включая секрецию связок и сенсорную деятельность; кроме того, эта ткань очень чувствительна к внешним раздражителям (Artigaud et al. , 2015). Ткань мантии использовалась для транскриптомного, протеомного или метаболического анализа во многих исследованиях (Artigaud et al., 2014, 2015; Wei et al., 2015).

Метаболомика относится к систематическому изучению химических процессов, в которых участвуют метаболиты. Измеряя уровни эндогенных низкомолекулярных метаболитов, метаболомику можно использовать для выявления биомаркеров, свидетельствующих о физиологических реакциях живых образцов на конкретные условия окружающей среды или культуры (Alfaro & Young, 2018).Многие аналитические платформы использовались для метаболомики, включая рамановскую спектроскопию, инфракрасную спектроскопию, ядерный магнитный резонанс (ЯМР) и многие методы масс-спектрометрии (МС), из которых ЯМР и МС являются наиболее широко применяемыми аналитическими инструментами из-за их достаточно высокой производительности и разрешения. свойства (Янг и Альфаро, 2018). Газовая хроматография в сочетании с масс-спектрометрией (ГХ/МС) является хорошо зарекомендовавшим себя аналитическим методом, который может обеспечить всестороннее и систематическое понимание всех метаболитов в биологических образцах (Tsugawa et al. , 2011; Нгуен и Альфаро, 2019а). Метаболомика на основе ГХ/МС широко применялась для изучения физиологических реакций водных организмов на стрессовые факторы окружающей среды, в том числе патогенные инфекции, загрязнители воды и воздействие воздуха, и были успешно идентифицированы многие метаболиты и связанные с ними пути (Guo et al., 2014; Ji et al., 2016; Chen et al., 2015; Nguyen et al., 2018a, 2018c; 2019, Alfaro, Nguyen & Mellow, 2019).

Раковина ковчега Scapharca subcrenata обитает в илистых отложениях мелководных побережий Китая, Японии и Кореи (Nakamura, 2005), широко выращивается и употребляется в качестве популярного продукта питания в Китае и Корее (Jin, Ahn & Je, 2018 ).Из-за своего большого географического распространения популяции раковин ковчегов подвержены сильно различающимся тепловым условиям, таким как суточные колебания температуры и экстремально высокие температуры летом. Например, температура воды в ареале S. subcrenata залива Сяншань (Китай) колеблется от 6,7 °C до 33,0 °C (You & Jiao, 2011). Однако имеется мало информации о физиологических реакциях S. subcrenata на столь выраженный тепловой стресс.

Понимание реакции организмов на тепловой стресс требует глубокого понимания как их острых реакций, так и их компенсаторных акклиматизационных реакций на повышенную температуру (Pörtner et al., 2006). В настоящем исследовании измеряли потребление кислорода и скорость выделения аммиака у S. subcrenata в ответ на тепловой стресс. Кроме того, метаболический профиль в мантии был охарактеризован с использованием ГХ/МС для определения биомаркеров реакции на тепловой стресс.

Материалы и методы.

Животные и тепловой стресс. .Температура воды в месте отбора проб 19,6 °С. Моллюсков содержали в стеклянном аквариуме при температуре 20 ± 0,5 °С с постоянной аэрацией. Чтобы свести к минимуму влияние размера тела на метаболические реакции на тепловой стресс, использовали только особей с одинаковой длиной раковины (28,11 ± 1,36 мм).

Моллюсков случайным образом разделили на четыре группы (70 моллюсков для обработки при 20, 24 и 28 °C и 80 моллюсков для обработки при 32 °C) и поместили в четыре водяные бани объемом 60 л, заполненные аэрированной морской водой, которые были соединены к регулятору температуры. Температуру морской воды постепенно повышали с 20 до 24, 28 и 32 °С в течение 2, 4 и 6 часов соответственно. Затем температуру поддерживали постоянной в течение следующих 72 часов. Через 2, 12, 24, 48 и 72 часа воздействия различных уровней теплового стресса измеряли как скорость потребления кислорода, так и скорость выделения аммиака у S. subcrenata . Во время эксперимента морская вода в каждом резервуаре обновлялась ежедневно.

По результатам измерения потребления кислорода и выделения аммиака через 2 и 24 часа после постепенного повышения температуры морской воды с 20 °C до 32 °C было отобрано шесть повторностей образцов мантии.Все образцы были немедленно заморожены в жидком азоте и сохранены при температуре -80°C для дальнейшего метаболомного анализа.

Измерение скорости потребления кислорода и скорости выделения аммиака

И потребление кислорода, и скорость выделения аммиака определяли в стеклянной дыхательной камере объемом 1500 мл. Двух моллюсков запечатывали на 2 ч в камеру, наполненную морской водой, насыщенной кислородом. Концентрацию кислорода в этой камере измеряли по стандартной методике (Stickland & Parsons, 1968).Концентрацию NH 4 + -N определяли фенол-гипохлоритным методом (Solorzano, 1969). Образцы отдельных моллюсков отбирали для измерения через 1, 11, 23, 47 и 71 час после воздействия теплового стресса. Поскольку каждый цикл измерения охватывал 2-часовой период, измеренные значения представляют собой средние значения за 1–3, 11–13, 23–25, 47–49 и 71–73 ч соответственно. Результаты представлены в виде скоростей через 2, 12, 24, 48 и 72 часа. Каждое измерение проводили в трех повторностях, контрольной служила камера без моллюсков.После измерений определяли сухую массу мягких частей каждого моллюска после сушки при 65 °С в течение 24 часов.

Экстракция метаболитов

Для экстракции метаболитов 30 мг точной навески влажного образца переносили в пробирку Эппендорфа объемом 1,5 мл с двумя небольшими стальными шариками (диаметром 1,50 мм) для измельчения. К каждому образцу добавляли аликвоту 20 мкл 2-хлор-1-фенилаланина (0,3 мг/мл), растворенного в метаноле в качестве внутреннего стандарта, и 600 мкл смеси метанола и воды (4/1, об. /об.).Все образцы охлаждали до -80 °C в течение 2 мин, а затем измельчали ​​при частоте 60 Гц в течение 2 мин. После встряхивания измельченные образцы обрабатывали ультразвуком в течение 10 минут при температуре окружающей среды и охлаждали до -20 °C в течение 30 минут. Затем образцы центрифугировали при 13 000 об/мин, 4 °С в течение 15 мин (центрифуга Eppendorf Centrifuge 5427 R; Гамбург, Германия). Супернатант (400 мкл) сушили в центробежной сушилке с концентрацией вымораживанием (Christ RVC 2-33IR; Osterode, Германия) и затем добавляли 80 мкл 15 мг/мл гидрохлорида метоксиламина в пиридине.Полученную смесь встряхивали в течение 2 мин и инкубировали при 37°С в течение 90 мин. Затем добавляли 80 мкл бис(триметилсилил)трифторацетамида (БСТФА) (с 1% триметилхлорсилана) и 20 мкл н-гексана, перемешивали на вортексе в течение 2 мин, а затем производили при 70°С в течение 60 мин. Полученную смесь выдерживали при температуре окружающей среды в течение 30 минут перед анализом ГХ-МС.

Образцы для контроля качества (QC) были подготовлены путем объединения всех образцов в том же объеме, что и аналитические образцы, а затем проанализированы с использованием того же метода. QC вводили через равные промежутки времени (каждые 10 образцов) на протяжении всего аналитического процесса для обеспечения воспроизводимости измерений ГХ-МС.

Анализ ГХ/МС

Производные образцы анализировали с использованием системы ГХ Agilent 7890A, соединенной с системой МСД Agilent 5975C (Agilent, Санта-Клара, Калифорния, США). Для разделения производных использовали капиллярную колонку с плавленым кварцем HP-5MS (30 м × 0,25 мм × 0,25 мкм, Agilent). Гелий (>99,999%) использовали в качестве газа-носителя при постоянном расходе 6.0 мл/мин через колонку. Температуру инжектора поддерживали на уровне 280°C, а объем впрыска составлял 1 мкл в режиме без разделения. Начальная температура печи была 60 °С, повышалась до 125 °С со скоростью 8 °С/мин, до 190 °С со скоростью 10 °С/мин, до 210 °С со скоростью 4 °С. /мин, до 310 °С со скоростью 20 °С/мин и, наконец, температуру 310 °С поддерживали в течение 8,5 мин. Температуры МС-квадруполя и электронного удара ионного источника (ЭУ) были установлены на 150 °С и 230 °С соответственно, а энергия столкновения составляла 70 эВ. Массовые данные были получены в режиме полного сканирования (m/z 50–600), а время задержки растворителя было установлено на 5 минут.

Статистический анализ

Для результатов скорости потребления кислорода и скорости выделения аммиака однофакторный дисперсионный анализ и множественные сравнения были выполнены с помощью статистического программного обеспечения SPSS 11.5, и значение P менее 0,05 считалось статистически значимым.

Данные МС, полученные с помощью ГХ-МС, были проанализированы с помощью программного обеспечения ChromaTOF (v4.34; LECO, St.Джозеф, Мичиган, США). Метаболиты были идентифицированы по базе данных Fiehn с использованием метода, описанного Mishra, Gong & Kelly (2017). Вкратце, после сопоставления с компонентом Statistic Compare был получен файл CSV с наборами трехмерных данных, включая информацию о образце, название пика, время удерживания, m/z и интенсивность пика. Для контроля качества использовали внутренний стандарт. Внутренние стандарты и любые идентифицированные псевдоположительные пики, такие как пики, вызванные шумом, просачиванием колонки и процедурой дериватизации BSTFA, были удалены из набора данных. Пики одних и тех же метаболитов объединяли.

Полученные данные были нормализованы к общей площади пика каждого образца с использованием Excel 2007 (Microsoft, Редмонд, Вашингтон, округ Колумбия, США) и были импортированы в программный пакет SIMCA (v14.0; Umetrics, Умео, Швеция), где основная были выполнены компонентный анализ (PCA), частичный дискриминантный анализ наименьших квадратов (PLS-DA) и ортогональный частичный дискриминантный анализ наименьших квадратов (OPLS-DA). Область Т2 Хотеллинга, показанная в виде эллипса на графиках оценок моделей, использовалась для определения 95% доверительного интервала смоделированной вариации.Качество моделей описывалось значениями R 2 X или R 2 Y и Q 2 . R 2 X или R 2 Y определяются как доля дисперсии данных, которая может быть объяснена моделями и указывает на качество соответствия. Q 2 определяется как доля дисперсии данных, предсказанная моделью, и указывает на предсказуемость, рассчитанную с помощью процедуры перекрестной проверки.По умолчанию в SIMCA была выполнена перекрестная проверка из семи раундов, чтобы определить оптимальное количество основных компонентов и избежать переобучения модели. Модели OPLS-DA также были подтверждены анализом перестановок (200 раз).

Различные метаболиты были выбраны на основе комбинации значений статистически значимого порога переменного влияния на проекцию (VIP), полученных из модели OPLS-DA, и значений P из двустороннего теста Стьюдента t на нормированные площади пиков.Были включены метаболиты со значениями VIP, превышающими 1,0, и значениями P менее 0,05.

Результаты

Показатели выживаемости

Повышенный тепловой стресс увеличил смертность экспериментальных моллюсков. Выживаемость S. subcrenata при температуре морской воды 20, 24, 28 и 32 ° C составила 97,14%, 92,85%, 84,28% и 75% соответственно. Большинство смертей произошло в течение 24 часов после термического воздействия.

Скорость метаболизма

После повышения температуры до 24 °С скорость потребления кислорода S.subcrenata снижалась в течение 2 часов, после чего наблюдалось значительное увеличение через 24 и 48 часов ( P < 0,05 и P < 0,01 соответственно; ). После воздействия стресса при 28 °C и 32 °C скорость потребления кислорода значительно увеличилась через 2, 24, 48 и 72 часа ( P < 0,05, 0,01). Увеличение было незначительным в течение 12 ч, хотя скорость потребления кислорода все еще была выше, чем в контрольной группе.

Показатели потребления кислорода S. subcrenata после воздействия различных температур.

Звездочки указывают на значимые различия (* P < 0,05; ** P < 0,01) между группой, подвергнутой стрессу, и группой контроля.

После воздействия теплового стресса скорость выделения аммиака у S. subcrenata сначала увеличилась, затем уменьшилась и снова увеличилась (). S. subcrenata , подвергшиеся тепловому стрессу при 24 °C, продемонстрировали более высокое выделение аммиака через 12 часов по сравнению с контрольной группой ( P <0,01). Моллюски, подвергшиеся тепловому стрессу при температуре 28 °C, показали значительно более высокие скорости выделения аммиака через 2, 12 и 72 часа ( P < 0.05 и P < 0,01 соответственно). Скорость выделения аммиака у S. subcrenata при температуре 32 °C была значительно выше, чем у контрольной группы через 2, 24, 48 и 72 ч ( P <0,01).

Показатели выделения аммиака S. subcrenata после воздействия различных температур.

Звездочки указывают на значимые различия (* P < 0,05; ** P < 0,01) между группой, подвергнутой стрессу, и группой контроля.

Метаболические профили, проанализированные с помощью ГХ-МСОбразцы мантии subcrenata

и образцы QC показали стабильное время удерживания (рис. S1). Таким образом, TIC может напрямую отражать различия профилей метаболитов между группами. График оценки PCA показан на . Три группы, как правило, были разделены, особенно контрольная группа и группа М-24. Значение R 2 X модели PCA, представляющее объясненную дисперсию для групп, составило 0,484. Все группы находились в пределах эллипса Хотеллинга с доверительной вероятностью 95%, что указывает на то, что анализируемые образцы не содержали выбросов.

Счетная диаграмма PCA.

КК является образцом контроля качества. М-0 — контрольная группа, а М-2 и М-24 — пробы, взятые через 2 ч и 24 ч соответственно. Эллипс Хотеллинга, указывающий 95% доверительный интервал.

Дальнейшее контролируемое распознавание образов, PLS-DA и OPLS-DA, было выполнено для лучшего объяснения различных метаболических паттернов (). Параметры классификации для моделей PLS-DA и OPLS-DA показаны на , что указывает на надежность моделей.Попарные группы в каждом подучастке были четко разделены на две стороны эллипса Хотеллинга T2, что указывает на то, что обе модели могут выявлять различия между группами.

Графики показателей PLS-DA и OPLS-DA, полученные на основе профилей метаболитов S. subcrenata .

М-0 — контрольная группа, а М-2 и М-24 — пробы, взятые через 2 и 24 часа соответственно. (A) График оценки PLS-DA группы M-0 и группы M-2, (B) График оценки PLS-DA группы M-0 и группы M-24, (C) График оценки OPLS-DA группы Группа M-0 и группа M-2, (D) График оценки OPLS-DA для группы M-0 и группы M-24.

Таблица 1

Многофакторный анализ профилей метаболитов S. subcrenata после воздействия теплового стресса.

Были использованы два главных компонента для модели PCA, два главных компонента для модели PLS-DA и один главный компонент и один ортогональный компонент для модели OPLS-DA.

0,381

Тип модели 0-2 H 0-24 H
R 2

R 2 Y (Сперма) Q 2 (Сперма) R 2 60

Q 2 60

R 2 2 5 x (Сперма) 0

R 2 y (Сперма) Q 2 (Cum)

R

R 2 Q 2
PLS-DA 0. 3 0.97 0,445 0,36 0,991 0,841
OPLS-DA 0,3 0,97 0,963 -0,033 0,468 0,999 0,833 0,993 −0,003

Идентификация и сравнение метаболитов

например, аспарагиновая кислота, глутаминовая кислота и гистидин), органические кислоты (например, креатин, глюконовая кислота, яблочная кислота и щавелевая кислота) и метаболиты, связанные с энергетическим обменом (например, глюкозо-6-фосфат и эритроза). Через 2 часа после теплового стресса 39 метаболитов показали значительные изменения, в том числе 13 метаболитов с подавленной и 26 активизированных метаболитов (таблица S1). Через 24 часа 90 метаболитов показали значительные изменения, в том числе 39 с пониженной и 51 с повышенной регуляцией (таблица S2).

Среди метаболитов, которые показали значительные изменения, относительная концентрация глюкозо-6-фосфата непрерывно снижалась через 2 часа и 24 часа, в отличие от непрерывного увеличения о-фосфорилэтаноламина и таурина ().Молочная кислота была значительно повышена через 2 часа, но снизилась до контрольного уровня через 24 часа; аспарагиновая кислота и глутаминовая кислота значительно снижались через 2 часа, но повышались до контрольного уровня через 24 часа.

Уровни метаболитов метаболитов в мантии S. subcrenata после воздействия 32 °C.

(A) Глюкозо-6-фосфат, (B) О-фосфорилэтаноламин, (C) таурин, (D) молочная кислота, (E) аспарагиновая кислота и (F) глутаминовая кислота.

Метаболический путь общих метаболитов

Анализ пути KEGG был выполнен с использованием MetaboAnalyst 3.0 софт. Пути метаболизма идентифицировали в библиотеке Danio rerio KEGG (рыбки данио). Анализ топологии пути был выполнен на основе относительной промежуточности для расчета важных значений. Метаболиты были нанесены на карту 15 путей для образцов, взятых через 2 часа (рис. S2). Из них на путь метаболизма гистидина значительно повлиял тепловой стресс ( P <0,05). Метаболизм D-глютамина, метаболизм аланина, аспартата и глутамата демонстрировал более высокие значения воздействия и также был затронут, хотя существенной разницы не наблюдалось.В общей сложности было получено 15 путей, когда метаболиты были импортированы в KEGG для образцов, взятых через 24 часа, и, по-видимому, ни один путь не был существенно затронут (). Интересно, что пять путей (метаболизм глутатиона, метаболизм гистидина, метаболизм бета-аланина, метаболизм азота, метаболизм аланина, аспартата и глутамата, биосинтез аминоацил-тРНК) показали значительные изменения между 2 и 24 часами (таблица S3).

Таблица 2

Анализ обогащения метаболитов через 2 часа после воздействия 32 °C.

Путь

Р

Влияние +

+

91 736 91 739 Гистидин метаболизм

+

+

+

+

+

7,1739 Глюконеолиз или

+

-log ( Р )
0,026555 3,62 0,0
аланин, аспартат и глутамат Метаболизм 0,071896 2,63 0,45253
0
Таурин и гипотаурин метаболизм 0,12386 2,09 0,2
Азот метаболизм 0,15645 1,86 0,0
Аргинин и пролин метаболизм 0,19022 1,66 0,09612
Метаболизм никотината и никотинамида 0,23292 1,46 0,0
Метаболизм бета-аланина 4 91. 2 616 1,34 0,0
сфинголипидов метаболизма 0,32888 1,11 0,01504
Пируват метаболизм 0,34161 1,07 0,0
бутановой метаболизм 0,34161 1,07 0,0
Биосинтез аминоацил-тРНК 0,35866 1,0254 0,0
39025 0,94097 0,0
Глутатион метаболизм 0,39025 0,94097 0,02968
порфирина и хлорофилл метаболизм 0,40186 0,

0,0

Таблица 3

Путь анализ обогащения метаболитов через 24 часа после воздействия 32 °C.

7 -log ( p )

0,17392

9173

p

p Воздействие
Глиоксилат и дикарбоксилатный метаболизм 0.+18143 1,7069 0,03704
Синтез и деградация кетоновых тел 0,19888 1,615 0,0
Cyanoamino кислоты метаболизма 0,23371 1,4537 0,0
бутановой метаболизм 0,2462 1,4016 0,0
Метаболизм таурина и гипотаурина 0,26706 1,3203
Биосинтез ненасыщенных жирных кислот 0,2724 1. 3005 0,0
аланин, аспартат и глутамат метаболизм 0,27904 1,2764 0,0
Азот метаболизм 0.32952 1.1101 0.0 0.0
0.38674

0.38674 0.94999 0.16667
глицин, серин и метаболизм треонина 0.39216 0,93608 0,0
валин, лейцин и изолейцин биосинтез 0,43916 0,82289 0,0
Гистидин метаболизм 0,46369 0,76853 0,2381
бета-аланин метаболизм 0,50963 0,67406 0,0
Метаболизм селеноаминокислот 0,53113 0,6327 0 40
Пиримидин метаболизм 0. 53865 0.61869 0.08825

Обсуждение

Энергетический метаболизм

Настоящее исследование нашло положительную корреляцию между скоростью потребления кислорода С. окружающая среда. Повышение температуры окружающей среды приведет к увеличению физиологических скоростей и биохимических реакций, таких как активность митохондрий и метаболических ферментов, и других процессов, требующих кислорода и энергии (Иванина и др., 2013). Значительное увеличение скорости потребления кислорода указывало на усиление как аэробного метаболизма, так и потребности в энергии (Morley et al., 2012). Многие исследования показали, что скорость потребления кислорода организмами обычно увеличивается с температурой до достижения пороговой температуры (Shumway, 1982; Yukihira, Lucas & Klumpp, 2000). За пределами этого порога физиологические скорости могут резко снижаться, и конечные продукты анаэробного метаболизма накапливаются (Sommer, Klein & Pörtner, 1997; Zhang et al., 2004). Этот порог часто называют температурой разрыва по Аррениусу (ABT) (Jansen, Hummel & Bonga, 2009). В настоящем исследовании скорость потребления кислорода при 32 °C всегда была выше, чем при других температурах, что позволяет предположить, что ABT для S. subcrenata выше 32 °C. Однако более высокая смертность (25%) при 32 ° C предполагает, что такой повышенный тепловой стресс может превышать способность к саморегуляции этого вида, несмотря на 6-часовую акклиматизацию моллюсков.

Было подтверждено, что изменения потерь энергии при дыхании из-за теплового стресса влияют на энергетический баланс (González et al., 2002). Производство аммиака является результатом дезаминирования аминокислот и также использовалось для оценки потерь энергии организмами при столкновении со стрессом окружающей среды (Wang et al. , 2011; Shin, Chan & Cheung, 2014). Доказательства показали, что аминокислоты могут катаболизироваться после высвобождения из клеток, что приводит к увеличению концентрации аммиака в крови и скорости экскреции аммиака извне (Pierce, 1982; Vitale & Friedl, 1984). Таким образом, скорость экскреции аммиачного азота отражает скорость катаболизма белков (Widdows, 1978).Повышенная скорость экскреции аммиака в настоящем исследовании указывает на то, что аминокислоты могут подвергаться катаболизму, что свидетельствует о повышении потребности в энергии во время теплового стресса.

Метаболический подход в сочетании с многофакторным анализом позволил успешно исследовать метаболические изменения в ответ на стресс окружающей среды (Cappello et al., 2013). Многофакторный анализ выявил четкое разделение между контрольной группой и группой с тепловым стрессом, что свидетельствует о наличии значительных метаболических различий в метаболическом профиле.Метаболическое профилирование и функциональный анализ ключевых метаболических путей позволили получить представление о метаболическом статусе как до, так и после теплового стресса (Digilio et al. , 2016; Hao et al., 2018). Настоящие данные показали, что более высокие температуры вызвали широкий спектр изменений в профилях метаболитов S. subcrenata . Метаболиты со значительными изменениями и их пути значительно различались у моллюсков, подвергшихся тепловому стрессу в течение 2 и 24 ч, что может быть связано с изменением метаболических субстратов при длительном стрессовом воздействии.

Метаболизм аминокислот

Многие исследования показали, что тепловой стресс может влиять как на энергетический баланс, так и на энергетический гомеостаз водных беспозвоночных (Соколова и др., 2012; Хан и др., 2013). Как показал анализ обогащения путей, большинство метаболитов, у которых наблюдались значительные изменения, участвовали в метаболизме аминокислот (аланин, аспартат, глутамат, таурин, гистидин и бета-аланин). Свободные аминокислоты составляют большую часть метаболизма морских беспозвоночных (Cappello et al., 2013) и может окисляться для получения энергии в цикле Кребса. Когда устрица ( Crassostrea sikamea ) подверглась воздействию загрязнения металлами, содержание аминокислот, включая треонин, аланин, аргинин, глутамат, бета-аланин, аспартат и глицин, значительно уменьшилось (Ji et al., 2016). Воздействие Cu 2+ может привести к изменению 25 метаболитов, участвующих в реакциях на окислительный стресс и процессах апоптоза у мидии Perna canaliculus (Nguyen et al., 2018a). В настоящем исследовании относительные концентрации как аспарагиновой кислоты, так и глутаминовой кислоты были значительно снижены через 2 часа после теплового стресса, что позволяет предположить, что эти аминокислоты, возможно, были окислены.Это снижение согласуется со значительным увеличением скорости потребления кислорода. Окисление аминокислот для расхода энергии обычно достигается за счет дезаминирования (McVeigh et al., 2006), что также объясняет наблюдаемые значительные изменения скорости выделения аммиака при 32 °C. Таурин также является осмолитом и играет важную роль в осмотической регуляции (Preston, 1993; Cappello et al. , 2013). Повышение уровня таурина свидетельствует о нарушении осмотической регуляции S.subcrenata в условиях теплового стресса, и аналогичные реакции были зарегистрированы для морского ушка Haliotis diversicolor (Lu et al., 2016).

В дополнение к повышенному аэробному метаболизму в настоящем исследовании также наблюдались изменения анаэробных метаболитов, участвующих в энергетическом метаболизме. Глюкозо-6-фосфат находится в начале двух основных метаболических путей: пути гликолиза и пентозофосфатного пути. Значительное истощение глюкозо-6-фосфата и активация пути гликолиза позволили предположить, что тепловой стресс привел к усилению анаэробного метаболизма S.субкрената . Более того, накопление молочной кислоты и промежуточного продукта цикла Кребса (пировиноградной кислоты) свидетельствовало о том, что цикл Кребса был нарушен переключением на анаэробное дыхание. Аналогичный результат был также обнаружен у мидии P. canaliculus , инфицированной Vibrio sp (Nguyen et al. , 2018b; Nguyen & Alfaro, 2019b), и у моллюска Crassula aequilatera , подвергшегося тепловому стрессу (Alfaro, Nguyen & Mellow, 2019). При температуре окружающей среды, превышающей АБТ, анаэробный метаболизм у блюдечка С.toreuma был усилен опиновым путем для обеспечения энергией (Han, Zhang & Dong, 2017). У нимф веснянок накопление анаэробных метаболитов (лактата, ацетата и аланина) наблюдалось при достижении животными критической температуры (Verberk et al., 2013). Этот переход к частичному анаэробиозу при высокой температуре, вероятно, является компенсацией недостаточного производства аэробной энергии и может быть объяснен ограниченной способностью поглощения кислорода (Соколова и др., 2012). У эктотермов, когда отношение поступления кислорода к потребности в кислороде снижается и возникает дефицит кислорода, как сердечная, так и дыхательная деятельность оказываются недостаточными для удовлетворения повышенной потребности в кислороде при более высокой температуре (Frederich & Pörtner, 2000; Verberk et al. , 2013).

Метаболизм углеводов и метаболизм липидов

В настоящем исследовании значительные изменения фосфоэтаноламина, жирных кислот, цитозина и аденина показали, что метаболизм липидов и нуклеотидов также участвует в реакции на тепловой стресс. Липиды играют как функциональную, так и структурную роль в биологических процессах, таких как обеспечение энергией и поддержание биологических мембран (Lee, Park & ​​Lee, 2018). При окислении жирных кислот образуется ацетил-КоА, который является важным промежуточным метаболитом цикла Кребса (Roznere et al., 2014). Значительное снижение содержания азелаиновой, адипиновой, олеиновой, пальмитиновой и пентадекановой кислот свидетельствует о том, что моллюски использовали запасы энергии липидов для производства ацетил-КоА. Фосфоэтаноламин является промежуточным продуктом метаболизма фосфолипидов. Этаноламин входит в состав фосфатидилэтаноламина (ФЭ), который образует цитомембрану клеток животных (McMaster, Tardi & Choy, 1992). Этаноламин фосфорилируется и вступает в цитидиндифосфатный путь для синтеза PE (Cheng et al. , 2012). Сообщалось, что изменения температуры могут приводить к ремоделированию липидов мембран у голубой мидии Mytilus edulis и устрицы C. virginica (Pernet et al., 2007, 2008). Настоящее исследование обнаружило значительную активацию фосфоэтаноламина. Это не согласуется с повышением уровня таурина, указывая на то, что проницаемость мембраны может зависеть от воздействия теплового стресса. Внутриклеточные концентрации адениновых нуклеотидов были предложены в качестве индикаторов стресса у водных организмов (Vetter, Hwang & Hodson, 1986).В настоящем исследовании концентрации как аденина, так и цитозина значительно увеличились через 2 часа после воздействия 32 °C, после чего через 24 часа последовало увеличение аденозина и цитидинмонофосфата, что указывает на усиленный синтез нуклеотидов. Однако значительных изменений в уровнях аденозин-5′-монофосфата (АМФ) не наблюдалось. Концентрация тимина значительно увеличилась через 24 часа, в то время как концентрация тимидина значительно снизилась, что позволяет предположить, что метаболизм нуклеотидов во время теплового стресса требует дальнейшего изучения.

Выводы

Таким образом, потребление кислорода и скорость выделения аммиака были определены во время стресса, вызванного различными повышенными температурами у S. subcrenata . Для оценки изменений метаболитов при 32 °C был применен подход к метаболомике на основе ГХ/МС. Результаты показали, что моллюски увеличивали скорость метаболизма при повышенной температуре, а смертность наблюдалась при тепловом стрессе. Метаболитный и функциональный анализы показали, что тепловой стресс вызывает нарушения энергетического обмена, осмотической регуляции, метаболизма аминокислот, метаболизма углеводов и метаболизма липидов посредством различных метаболических путей.Настоящее исследование вносит важный вклад в понимание воздействия теплового стресса на моллюска S. subcrenata и проясняет взаимосвязь между реакцией всего организма и динамикой молекулярного метаболизма. Чтобы лучше понять физиологическую реакцию двустворчатых моллюсков на стрессы окружающей среды, в будущих исследованиях может быть принята интеграция различных омических подходов, включая транскриптомику, протеомику и метаболомику.

Дополнительная информация

Дополнительная информация 1

GC-MS TIC образцов мантии.

(А): контроль (Б): 2 ч (С): 24 ч. Ордината показывает относительное массовое содержание, а абсцисса показывает время удерживания.

Дополнительная информация 2

Анализ обогащения метаболитов после воздействия теплового стресса.

А: 2 часа, Б: 24 часа.

Дополнительная информация 3

Сводка метаболитов со значительными изменениями в мантии S. subcrenata через 2 часа после воздействия 32 °C.

Дополнительная информация 4

Сводка метаболитов со значительными изменениями в мантии S.subcrenata через 24 часа после воздействия температуры 32 °C.

Дополнительная информация 5

Потребление кислорода и скорость выделения аммиака у S. subcrenata после воздействия различных температур.

Дополнительная информация 6

Анализ обогащения метаболитов между 2 и 24 часами после воздействия 32 °C.

Дополнительная информация 7

Пути обогащения между 0–2 ч, 0–24 ч и 2–24 ч после воздействия 32 °C.

Дополнительная информация 8

Матрица данных метаболомного анализа.

Дополнительная информация 9

Метаболиты со значительными изменениями в мантии S. subcrenata .

Благодарности

Мы очень признательны г-же Вэньчао Лю и г-ну Пейбо Бао за помощь в лабораторных измерениях.

Заявление о финансировании

Эта работа была поддержана Специальным фондом агронаучных исследований в общественных интересах Китая (201303047), Шанхайским фондом естественных наук (18ZR1450000) и Национальным фондом естественных наук Китая (41576167) .Спонсоры не участвовали в разработке исследования, сборе и анализе данных, принятии решения о публикации или подготовке рукописи.

Дополнительная информация и декларации

Конкурирующие интересы

Авторы заявляют, что у них нет конкурирующих интересов.

Вклад авторов

Ячжоу Цзян задумал и спроектировал эксперименты, провел эксперименты, подготовил рисунки и/или таблицы, написал или просмотрел черновики статьи и утвердил окончательный вариант.

Хайфэн Цзяо проводил эксперименты, составлял или рецензировал проекты статьи и утверждал окончательный вариант.

Peng Sun подготовила рисунки и/или таблицы и утвердила окончательный вариант.

Фей Инь проанализировал данные, написал или просмотрел черновики статьи и утвердил окончательный вариант.

Баоцзюнь Тан задумал и спроектировал эксперименты, провел эксперименты, проанализировал данные, подготовил рисунки и/или таблицы, написал или просмотрел черновики статьи и утвердил окончательный вариант.

Доступность данных

Следующая информация была предоставлена ​​относительно доступности данных:

Необработанные измерения скорости метаболизма, матрица данных анализа метаболомики, метаболиты со значительными изменениями, анализ обогащения пути метаболитов между 2 часами и 24 часами, и все пути, обогащенные после воздействия 32 ° C, доступны в дополнительных файлах.

Ссылки

Alfaro, Nguyen & Mellow (2019) Alfaro AC, Nguyen TV, Mellow D.Метаболический подход к оценке влияния условий хранения на метаболические процессы новозеландского моллюска ( Crassula aequilatera ) в аквакультуре. 2019; 498:315–321. doi: 10.1016/j.aquaculture.2018.08.065. [CrossRef] [Google Scholar]Alfaro & Young (2018) Alfaro AC, Young T. Демонстрация применения метаболомики в аквакультуре: обзор. Обзоры в аквакультуре. 2018;10(1):135–152. doi: 10.1111/raq.12152. [CrossRef] [Google Scholar] Anestis et al. (2007) Анестис А., Лазу А., Пёртнер Х.О., Михаэлидис Б.Поведенческие, метаболические и молекулярные реакции на стресс морского двустворчатого моллюска Mytilus galloprovincialis во время длительной акклиматизации при повышении температуры окружающей среды. Американский журнал физиологии-регуляторной, интегративной и сравнительной физиологии. 2007; 293(2):R911–R921. doi: 10.1152/ajpregu.00124.2007. [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar] Artigaud et al. (2015) Artigaud S, Lacroix C, Richard J, Flye-Sainte-Marie J, Bargelloni L, Pichereau V. Протеомные реакции на гипоксию при различных температурах у большого гребешка ( Pecten maximus ) PeerJ.2015;3(3):e871. doi: 10.7717/peerj.871. [Бесплатная статья PMC] [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar] Artigaud et al. (2014) Артиго С., Торн МАС, Ричард Дж., Лаво Р., Жан Ф., Флай-Сент-Мари Дж., Пек Л.С., Пишеро В., Кларк М.С. Глубокое секвенирование транскриптома мантии большого гребешка Pecten maximus . Морская геномика. 2014; 15:3–4. doi: 10.1016/j.margen.2014.03.006. [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]Cappello et al. (2013) Каппелло Т., Мосери А., Корсаро С., Майсано М., Паррино В., Паро Г.Л., Джузеппе Л.П., Джузеппе М., Сальваторе Ф.Воздействие загрязнения окружающей среды на мидий, содержащихся в садках Mytilus galloprovincialis , с использованием метаболомики на основе ЯМР. Бюллетень о загрязнении морской среды. 2013;77(1–2):132–139. doi: 10.1016/j.marpolbul.2013. 10.019. [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar] Casas et al. (2018) Casas SM, Filgueira R, Lavaud R, Comeau LA, La Peyre MK, La Peyre JF. Комбинированное воздействие температуры и солености на физиологию двух географически удаленных восточных популяций устриц. Журнал экспериментальной морской биологии и экологии.2018; 506: 82–90. doi: 10.1016/j.jembe.2018.06.001. [CrossRef] [Google Scholar] Чен и др. (2015) Chen S, Zhang C, Xiong Y, Tian X, Liu C, Jeevithan E, Wu W. Метаболическое исследование на основе ГХ-МС морского гребешка ( Chlamys farreri ) во время полубезводного сохранения жизни. Инновационная пищевая наука и новые технологии. 2015; 31:185–195. doi: 10.1016/j.ifset.2015.07.003. [CrossRef] [Google Scholar] Cheng et al. (2012) Cheng J-S, Niu Y-H, Lu S-H, Yuan Y-J. Анализ метаболизма показывает, что этаноламин является потенциальным маркером улучшения накопления липидов модельными фотосинтезирующими организмами.Журнал химической технологии и биотехнологии. 2012;87(10):1409–1418. doi: 10.1002/jctb.3759. [CrossRef] [Google Scholar] Cheung & Lam (1995) Cheung SG, Lam SW. Влияние солености, температуры и акклиматизации на потребление кислорода Nassarius festivus (Powys, 1835) (Gastropoda: Nassariidae) Сравнительная биохимия и физиология Часть A: Физиология. 1995;111(4):625–631. doi: 10.1016/0300-9629(95)00051-8. [CrossRef] [Google Scholar] Давенпорт и Давенпорт (2005) Давенпорт Дж., Давенпорт Дж.Л.Влияние высоты берега, воздействия волн и географического расстояния на ширину термальной ниши приливной фауны. Серия «Прогресс морской экологии». 2005;292(1):41–50. doi: 10.3354/meps2

. [CrossRef] [Google Scholar] Digilio et al. (2016) Digilio G, Sforzini S, Cassino C, Robotti E, Oliveri C, Marengo E, Musso D, Osella D, Viarengo A. Гемолимфа из Mytilus galloprovincialis : реакция на воздействие меди и температуры, изученная 1 H- Метабономика ЯМР. Сравнительная биохимия и физиология. Часть C: Токсикология и фармакология. 2016; 183–184: 61–71. doi: 10.1016/j.cbpc.2016.02.003. [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar] Дауд и Сомеро (2013) Дауд В.В., Сомеро Г.Н. Поведение и выживание Mytilus congeners после эпизодов повышенной температуры тела в воздухе и морской воде. Журнал экспериментальной биологии. 2013;216(3):502–514. doi: 10.1242/jeb.076620. [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar] Ellis et al. (2014) Эллис Р.П., Спайсер Дж.И., Бирн Дж.Дж., Соммер У., Виант М.Р., Уайт Д.А., Виддикомб С. 1 H ЯМР-метаболомика показывает контрастную реакцию самцов и самок мидий, подвергшихся воздействию пониженного pH морской воды, повышенной температуры и патогена. .Экологические науки и технологии. 2014;48(12):7044–7052. doi: 10.1021/es501601w. [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar] Ezgeta-Balić et al. (2011) Эзгета-Балич Д., Ринальди А., Пехарда М., Прусина И., Монтальто В., Никета Н., Сара Г. Энергетический баланс сублиторального двустворчатого моллюска Modiolus barbatus (Mollusca) при разных температурах. Морские экологические исследования. 2011;71(1):79–85. doi: 10.1016/j.marenvres.2010.10.005. [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar] Frederich & Pörtner (2000) Frederich M, Pörtner HO.Кислородное ограничение термоустойчивости, определяемое сердечной и дыхательной деятельностью у краба-паука, Maja squinado . Американский журнал физиологии-регуляторной, интегративной и сравнительной физиологии. 2000;279(5):R1531–R1538. doi: 10.1152/ajpregu.2000.279.5.R1531. [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar] Фриск, Штеффенсен и Сков (2013) Фриск М., Штеффенсен Дж. Ф., Сков П. В. Влияние температуры на специфическое динамическое действие и выделение аммиака у судака ( Sander lucioperca ) Аквакультура.2013; 404-405: 65–70. doi: 10.1016/j.aquaculture.2013.04.005. [CrossRef] [Google Scholar] Гонсалес и др. (2002) Гонсалес М.Л., Лопес Д.А., Перес М.С., Кастро Х.М. Влияние температуры на размах роста молоди гребешка Argopecten purpuratus (Lamark, 1819) Aquaculture International. 2002;10(4):339–348. doi: 10.1023/A:102242

69. [CrossRef] [Google Scholar] Guo et al. (2014) Guo C, Huang XY, Yang MJ, Wang S, Ren ST, Li H, Peng XX. Метод метаболомики на основе ГХ/МС для выявления биомаркеров, отличающих выживаемость от гибели карасей, инфицированных Edwardsiella tarda .Иммунология рыбы и моллюсков. 2014;39(2):215–222. doi: 10.1016/j.fsi.2014.04.017. [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar] Хан, Чжан и Донг (2017) Han GD, Zhang S, Dong YW. Анаэробный метаболизм и температурная толерантность: значение путей опина в выживании брюхоногих моллюсков после сердечной дисфункции. Интегративная зоология. 2017;12(5):361–370. doi: 10.1111/1749-4877.12229. [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]Han et al. (2013) Хань Г.Д., Чжан С., Маршалл Д.Дж., Ке Ч.Х., Донг Ю.В. Датчики метаболической энергии (AMPK и SIRT1), карбонилирование белков и сердечная недостаточность как биомаркеры теплового стресса у литоральной литоральной лилии: связь распределения энергии с температурой окружающей среды во время всплытия в воздухе. Журнал экспериментальной биологии. 2013;216(17):3273–3282. doi: 10.1242/jeb.084269. [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar] Hansen et al. (2006) Хансен Дж., Сато М., Руди Р., Ло К., Леа Д.В., Медина-Элизаде М. Глобальное изменение температуры. Труды Национальной академии наук США. 2006;103(39):14288–14293. doi: 10.1073/pnas.06062

. [Бесплатная статья PMC] [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar] Hao et al. (2018) Hao R, Wang Z, Yang C, Deng Y, Zheng Z, Wang Q, Du X. Метаболические реакции молоди жемчужной устрицы Pinctada maxima на различные показатели роста.Аквакультура. 2018; 491: 258–265. doi: 10.1016/j.aquaculture.2018.03.050. [CrossRef] [Google Scholar] Иванина и др. (2013) Иванина А.В., Дикинсон Г.Х., Мату О.Б., Багве Р., Дикинсон А., Бениаш Э., Соколова ИМ. Интерактивное воздействие повышенной температуры и уровня CO2 на энергетический обмен и биоминерализацию морских двустворчатых моллюсков Crassostrea virginica и Mercenaria mercenaria . Сравнительная биохимия и физиология, часть A: молекулярная и интегративная физиология. 2013;166(1):101–111.doi: 10.1016/j.cbpa.2013.05.016. [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar] Jansen, Hummel & Bonga (2009) Jansen JM, Hummel H, Bonga SW. Дыхательная способность морских мидий ( Mytilus galloprovincialis ) в зависимости от порога высокой температуры. Сравнительная биохимия и физиология, часть A: молекулярная и интегративная физиология. 2009;153(4):399–402. doi: 10.1016/j.cbpa.2009.03.013. [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar] Ji et al. (2016) Ji C, Li F, Wang Q, Zhao J, Sun Z, Wu H.Комплексное протеомное и метаболическое исследование гендерно-специфических реакций мидий Mytilus galloprovincialis на тетрабромбисфенол А (TBBPA) Chemosphere. 2016; 144: 527–539. doi: 10.1016/j.chemosphere.2015.08.052. [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar] Jin, Ahn & Je (2018) Jin JE, Ahn CB, Je JY. Очистка и характеристика антиоксидантных пептидов из ферментативно гидролизованной оболочки ковчега ( Scapharca subcrenata ) Процесс биохимии. 2018;72:170–176. дои: 10.1016/j. procbio.2018.06.001. [CrossRef] [Google Scholar] Juárez et al. (2018) Хуарес О.Э., Крус Ф.Л., Лейва-Валенсия И., Лопес-Ландавери Э., Гарсия-Эскивель З., Диас Ф., Ре-Араухо Д., Вадопалас Б., Галиндо-Санчес К.Э. Транскриптомный и метаболический ответ на хроническое и острое термическое воздействие на молодь моллюсков геоутки Panopea globosa . Морская геномика. 2018; 42:1–13. doi: 10.1016/j.margen.2018.09.003. [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar] Lagerspetz (2006) Lagerspetz KYH. Что такое термическая акклиматизация? Журнал тепловой биологии.2006;31(4):332–336. doi: 10.1016/j.jtherbio.2006.01.003. [CrossRef] [Google Scholar] Lee, Park & ​​Lee (2018) Lee MC, Park JC, Lee JS. Влияние стрессоров окружающей среды на метаболизм липидов у водных беспозвоночных. Водная токсикология. 2018;200:83–92. doi: 10.1016/j.aquatox.2018.04.016. [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar] Lim et al. (2016) Lim HJ, Kim BM, Hwang IJ, Lee JS, Choi IY, Kim YJ, Rhee JS. Термический стресс вызывает отчетливый профиль транскриптома у тихоокеанской устрицы Crassostrea gigas . Сравнительная биохимия и физиология. Часть D: Геномика и протеомика. 2016;19:62–70. doi: 10.1016/j.cbd.2016.06.006. [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar] Lu et al. (2016) Lu J, Shi Y, Wang S, Chen H, Cai S, Feng J. Метаболический анализ на основе ЯМР Haliotis diversicolor , подвергшихся тепловым и гипоксическим стрессам. Наука о полной окружающей среде. 2016; 545–546: 280–288. doi: 10.1016/j.scitotenv.2015.12.071. [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]McMaster, Tardi & Choy (1992) McMaster CR, Tardi PG, Choy PC.Модуляция биосинтеза фосфатидилэтаноламина экзогенным этаноламином и аналогами в сердце хомяка. Молекулярная и клеточная биохимия. 1992;116(1–2):69–73. doi: 10.1007/BF01270571. [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]McVeigh et al. (2006) Маквей А., Мур М., Аллен Дж. И., Дайк П. Лизосомальные реакции на пищевой и контаминантный стресс в пищеварительных клетках гепатопанкреатической мидии: модельное исследование. Морские экологические исследования. 2006; 62 (Приложение 1): S433–S438. doi: 10.1016/j.marenvres.2006.04.021. [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar] Мишра, Гонг и Келли (2017) Мишра П., Гонг З., Келли Б.К. Оценка биологических эффектов флуоксетина на развивающихся эмбрионах рыбок данио с использованием метаболомики на основе газовой хроматографии и масс-спектрометрии. Хемосфера. 2017; 188:157–167. doi: 10.1016/j.chemosphere.2017.08.149. [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar] Morley et al. (2012) Морли С.А., Хирс Т., Торн М.А.С., Пёртнер Х.О., Пек Л.С. Физиологическая пластичность, долговременная устойчивость или акклиматизация к температуре у антарктического двустворчатого моллюска Laternula elliptica .Сравнительная биохимия и физиология, часть A: молекулярная и интегративная физиология. 2012;162(1):16–21. doi: 10.1016/j.cbpa.2012.01.009. [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar] Nakamura (2005) Nakamura Y. Подкормка оболочки ковчега Scapharca subcrenata как функция экологических и биологических переменных. Наука о рыболовстве. 2005;71(4):875–883. doi: 10.1111/j.1444-2906.2005.01040.x. [CrossRef] [Google Scholar] Нгуен и Альфаро (2019a) Нгуен ТВ, Альфаро AC. Применение омиков для исследования реакции гемоцитов двустворчатых моллюсков на патогенные инфекции и стресс окружающей среды.Аквакультура. 2019a doi: 10.1016/j.aquaculture.2019.734488. Epub перед печатью, 13 сентября 2019 г. [CrossRef] [Google Scholar] Нгуен и Альфаро (2019b) Нгуен ТВ, Альфаро AC. Целевая метаболомика для исследования антимикробной активности итаконовой кислоты у морских моллюсков. Метаболомика. 2019b;15(7):97. doi: 10.1007/s11306-019-1556-8. [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar] Nguyen et al. (2018a) Нгуен Т.В., Альфаро А.С., Мериен Ф., Лулийва Р., Янг Т. Медь-индуцированная иммуномодуляция в гемоцитах мидий ( Perna canaliculus ).Металломика. 2018а; 10(7):965–978. doi: 10.1039/C8MT00092A. [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar] Nguyen et al. (2018b) Нгуен Т.В., Альфаро А.С., Мериен Ф., Янг Т., Грандиоза Р. Метаболические и иммунологические реакции самцов и самок новозеландских мидий Greenshell™ ( Perna canaliculus ), инфицированных Vibrio sp. Журнал патологии беспозвоночных. 2018b;157:80–89. doi: 10.1016/j.jip.2018.08.008. [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar] Nguyen et al. (2019) Нгуен ТВ, Альфаро АС, Янг Т, Мериен Ф.Тканеспецифические иммунные ответы на Vibrio sp. инфекция у мидий ( Perna canaliculus ): метаболомный подход. Аквакультура. 2019;500:118–125. doi: 10.1016/j.aquaculture.2018.09.061. [CrossRef] [Google Scholar] Нгуен и др. (2018c) Нгуен Т.В., Альфаро А.С., Янг Т., Рави С., Мериен Ф. Метаболомическое исследование иммунных реакций новозеландских мидий greenshell™ ( Perna canaliculus ), инфицированных патогенными Vibrio sp. Морская биотехнология. 2018c;20(3):396–409.doi: 10.1007/s10126-018-9804-x. [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]Nie et al. (2017) Ни Х.Т., Лю Л.Х., Хо З.М., Чен П., Дин Дж.Ф., Ян Ф., Ян XW. Реакция экспрессии гена HSP70 на температурный и солевой стресс у диких и культивируемых манильского моллюска Ruditapes philippinarum . Аквакультура. 2017; 470:149–156. doi: 10.1016/j.aquaculture.2016.12.016. [CrossRef] [Google Scholar]Pernet et al. (2007) Pernet F, Tremblay R, Comeau L, Guderley H. Температурная адаптация у двух видов двустворчатых моллюсков из разных термальных местообитаний: энергетика и ремоделирование мембранных липидов.Журнал экспериментальной биологии. 2007;210(17):2999–3014. doi: 10.1242/jeb.006007. [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar] Pernet et al. (2008) Pernet F, Tremblay R, Redjah I, Sevigny JM, Gionet C. Физиологические и биохимические признаки коррелируют с различиями в скорости роста и температурной адаптации среди групп восточной устрицы Crassostrea virginica . Журнал экспериментальной биологии. 2008;211(6):969–977. doi: 10.1242/jeb.014639. [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar] Пирс (1982) Пирс С.Механизмы контроля объема клеток беспозвоночных: скоординированное использование внутриклеточных аминокислот и неорганических ионов в качестве осмотического раствора. Биологический вестник. 1982;163(3):405–419. дои: 10. 2307/1541452. [CrossRef] [Google Scholar] Престон (1993) Престон Р.Л. Транспорт аминокислот морскими беспозвоночными. Журнал экспериментальной зоологии. 1993;265(4):410–421. doi: 10.1002/jez.1402650410. [CrossRef] [Google Scholar] Pörtner (2010) Pörtner HO. Ограничение кислорода и мощности термоустойчивости: amatrix для интеграции стрессовых воздействий, связанных с климатом, в морских экосистемах.Журнал экспериментальной биологии. 2010;213(6):881–893. doi: 10.1242/jeb.037523. [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar] Pörtner et al. (2006) Пёртнер Х.О., Беннетт А.Ф., Бозинович Ф., Кларк А., Лардис М.А., Лукассен М., Пелстер Б., Шимер Ф., Стиллман Дж.Х. Компромиссы в тепловой адаптации: необходимость молекулярно-экологической интеграции. Физиологическая и биохимическая зоология. 2006;79(2):295–313. дои: 10.1086/499986. [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]Roznere et al. (2014) Рознере И., Уоттерс Г.Т., Вулф Б.А., Дейли М.Нецелевая метаболомика выявляет биохимические пути, измененные в ответ на содержание в неволе и ограничение пищи у пресноводных мидий Amblema plicata . Сравнительная биохимия и физиология. Часть D: Геномика и протеомика. 2014;12:53–60. doi: 10.1016/j.cbd.2014.09.004. [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar] Сара и др. (2008) Сара Г., Романо С., Уиддоуз Дж., Стафф Ф.Дж. Влияние солености и температуры на физиологию питания и возможности роста инвазивных видов ( Brachidontes pharaonis —MOLLUSCA: BIVALVIA) в Средиземном море.Журнал экспериментальной морской биологии и экологии. 2008;363(1–2):130–136. doi: 10.1016/j.jembe.2008.06.030. [CrossRef] [Google Scholar] Saucedo et al. (2004) Saucedo PE, Ocampo L, Monteforte M, Bervera H. Влияние температуры на потребление кислорода и выделение аммиака у перламутровой устрицы Calafia, Pinctada mazatlanica (Hanley, 1856) Аквакультура. 2004; 229(1–4):377–387. doi: 10.1016/S0044-8486(03)00327-2. [CrossRef] [Google Scholar] Shin, Chan & Cheung (2014) Shin PKS, Chan CSK, Cheung SG.Физиологическая энергетика четвертого возраста китайских мечехвостов ( Tachypleus tridentatus ) в ответ на гипоксический стресс и реоксигенацию. Бюллетень о загрязнении морской среды. 2014;85(2):522–525. doi: 10.1016/j.marpolbul.2013.10.023. [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar] Shumway (1982) Shumway SE. Потребление кислорода в устрицах: обзор. Письма по морской биологии. 1982;3(1):1–23. [Google Scholar] Sobral & Widdows (1997) Sobral P, Widdows J. Влияние повышенных температур на рост и устойчивость к воздействию воздуха моллюска Ruditapes decussatus (L.), из южной Португалии. Сайентиа Марина. 1997;61(2):163–171. doi: 10.1023/A:1018435711128. [CrossRef] [Google Scholar]Соколова и др. (2012) Соколова И.М., Фредерих М., Багве Р., Ланниг Г., Сухотин А.А. Энергетический гомеостаз как интегративный инструмент для оценки пределов стрессоустойчивости водных беспозвоночных. Экологические исследования. 2012; 79:1–15. doi: 10.1016/j.marenvres.2012.04.00. [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]Солорзано (1969) Солорзано Л. Определение аммиака в природных водах фенолгипохлоритным методом.Лимнология и океанография. 1969; 14 (5): 799–801. doi: 10.4319/lo.1969.14.5.0799. [CrossRef] [Google Scholar]Sommer, Klein & Pörtner (1997) Sommer A, Klein B, Pörtner HO. Индуцированный температурой анаэробиоз в двух популяциях многощетинковых червей Arenicola marina (L.) Journal of Comparative Physiology B. 1997;167(1):25–35. doi: 10.1007/s003600050044. [CrossRef] [Google Scholar]Stickland & Parsons (1968) Stickland J, Parsons T. Практическое руководство по анализу морской воды. Бюллетень Канадского совета по рыболовству.1968; 55(1):167. doi: 10.1002/iroh.19700550118. [CrossRef] [Google Scholar] Tsugawa et al. (2011) Tsugawa H, Tsujimoto Y, Arita M, Bamba T, Fukusaki E. Метаболомика на основе ГХ/МС: разработка системы интеллектуального анализа данных для идентификации метаболитов с использованием мягкого независимого моделирования аналогии классов (SIMCA) BMC Bioinformatics. 2011;12(1):131. дои: 10.1186/1471-2105-12-131. [Бесплатная статья PMC] [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar] Verberk et al. (2013) Verberk WCEP, Sommer U, Davidson RL, Viant MR. Анаэробный метаболизм при экстремальных температурах: метаболическая проверка гипотезы ограничения кислорода у водных насекомых.Интегративная и сравнительная биология. 2013;53(4):609–619. doi: 10.1093/icb/ict015. [Бесплатная статья PMC] [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]Vetter, Hwang & Hodson (1986) Vetter RD, Hwang HM, Hodson RE. Сравнение гликогеновых и адениновых нуклеотидов как индикаторов метаболического стресса у муммихосков. Труды Американского рыболовного общества. 1986;115(1):47–51. doi: 10.1577/1548-8659(1986)115<47:COGAAN>2.0.CO;2. [CrossRef] [Google Scholar] Витале и Фридл (1984) Витале М.А., Фридл Ф.Е. Производство аммиака пресноводными двустворчатыми моллюсками Elliptio buckleyi (LEA): интактные и одностворчатые препараты.Сравнительная биохимия и физиология Часть A: Физиология. 1984;77(1):113–116. doi: 10.1016/0300-9629(84)-5. [CrossRef] [Google Scholar] Wang et al. (2011) Ван И, Ху М, Вонг ВХ, Шин П.К., Чунг С.Г. Комбинированное влияние наличия кислорода и солености на физиологические реакции и возможности роста зеленогубой мидии Perna viridis . Бюллетень о загрязнении морской среды. 2011;63(5–12):255–261. doi: 10.1016/j.marpolbul.2011.02.004. [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar] Wang et al.(2015) Wang YJ, Li L, Hu M, Lu W. Физиологическая энергетика толстопанцирной мидии Mytilus coruscus , подвергшейся воздействию подкисления морской воды и термического стресса. Наука о полной окружающей среде. 2015; 514: 261–272. doi: 10.1016/j.scitotenv.2015.01.092. [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar] Wei et al. (2015) Wei L, Wang Q, Ning X, Mu C, Wang C, Cao R, Wu H, Cong M, Li F, Ji C, Zhao J. Комбинированный анализ метаболома и протеома ткани мантии тихоокеанской устрицы Crassostrea gigas , подвергшихся воздействию повышенного pCO 2 .Сравнительная биохимия и физиология. Часть D: Геномика и протеомика. 2015;13:16–23. doi: 10.1016/j.cbd.2014.12.001. [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar] Widdows (1978) Widdows J. Физиологические показатели стресса у Mytilus edulis . Журнал Морской биологической ассоциации Великобритании. 1978; 58 (1): 125–142. doi: 10.1017/S0025315400024450. [CrossRef] [Google Scholar] Ян и др. (2017) Yang C, Gao Q, Liu C, Wang L, Zhou Z, Gong C, Zhang A, Zhang H, Qiu L, Song L. Транскрипционная реакция тихоокеанской устрицы, Crassostrea gigas , против острого теплового стресса .Иммунология рыбы и моллюсков. 2017; 68: 132–143. doi: 10.1016/j.fsi.2017.07.016. [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]You & Jiao (2011) You ZJ, Jiao HF. Исследование технологии экологической защиты и восстановления окружающей среды залива Сяншань. Пекин: China Ocean Press; 2011. С. 9–10. [на китайском языке] [Google Scholar] Young & Alfaro (2018) Young T, Alfaro AC. Метаболические стратегии для исследования аквакультуры: учебник для начинающих. Обзоры в аквакультуре. 2018;10(1):26–56. doi: 10.1111/raq.12146. [CrossRef] [Google Scholar] Юкихира, Лукас и Клумпп (2000) Юкихира Х., Лукас Дж. С., Клумпп Д. В.Сравнительное влияние температуры на питание суспензией и энергетический баланс жемчужниц Pinctada margaritifera и P. maxima . Серия Морская экология-Прогресс. 2000; 195:179–188. doi: 10.3354/meps195179. [CrossRef] [Google Scholar] Zhang et al. (2004) Zhang JH, Fang JG, Hawkins AJS, Pascoe PL. Влияние температуры на скорость клиренса и потребление кислорода морскими гребешками, Chlamys farreri . Журнал исследований моллюсков. 2004;23(3):715–721. [Google Scholar] Чжан и др.(2019) Zhang X, Shi J, Sun Y, Habib YJ, Yang H, Zhang Z, Wang Y. Интегративный анализ транскриптома и открытие генов, участвующих в иммунном ответе на гипоксию / термические воздействия у малого морского ушка Haliotis diversicolor . Иммунология рыбы и моллюсков. 2019; 84: 609–626. doi: 10.1016/j.fsi.2018.10.044. [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar] Zhang et al. (2017) Zhang Y, Wu H, Wei L, Xie Z, Guan B. Эффекты гипоксии в жабрах манильского моллюска Ruditapes philippinarum с использованием метаболомики на основе ЯМР.Бюллетень о загрязнении морской среды. 2017;114(1):84–89. doi: 10.1016/j.marpolbul. 2016.08.066. [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]

Congress.gov | Библиотека Конгресса

Раздел протокола Конгресса

Ежедневный дайджест

Сенат

жилой дом

Расширения замечаний

Замечания участников
Автор Any House MemberАдамс, Алма С.[D-NC] Адерхольт, Роберт Б. [R-AL] Агилар, Пит [D-CA] Аллен, Рик В. [R-GA] Оллред, Колин З. [D-TX] Амодеи, Марк Э. [R -NV] Армстронг, Келли [R-ND] Аррингтон, Джоди С. [R-TX] Окинклосс, Джейк [D-MA] Эксн, Синтия [D-IA] Бабин, Брайан [R-TX] Бэкон, Дон [R -NE] Бэрд, Джеймс Р. [R-IN] Балдерсон, Трой [R-OH] Бэнкс, Джим [R-IN] Барр, Энди [R-KY] Барраган, Нанетт Диаз [D-CA] Басс, Карен [ D-CA] Битти, Джойс [D-OH] Бенц, Клифф [R-OR] Бера, Ами [D-CA] Бергман, Джек [R-MI] Бейер, Дональд С. -младший [D-VA] Байс , Стефани И. [R-OK] Биггс, Энди [R-AZ] Билиракис, Гас М.[R-FL] Бишоп, Дэн [R-NC] Бишоп, Сэнфорд Д., младший [D-GA] Блюменауэр, Эрл [D-OR] Блант Рочестер, Лиза [D-DE] Боберт, Лорен [R-CO ] Бонамичи, Сюзанна [D-OR] Бост, Майк [R-IL] Бурдо, Кэролайн [D-GA] Боуман, Джамаал [D-NY] Бойл, Брендан Ф. [D-PA] Брэди, Кевин [R-TX ] Брукс, Мо [R-AL] Браун, Энтони Г. [D-MD] Браун, Шонтел М. [D-OH] Браунли, Джулия [D-CA] Бьюкенен, Верн [R-FL] Бак, Кен [R -CO] Бакшон, Ларри [R-IN] Бадд, Тед [R-NC] Берчетт, Тим [R-TN] Берджесс, Майкл С. [R-TX] Буш, Кори [D-MO] Бустос, Чери [D -ИЛ] Баттерфилд, Г.К. [D-NC] Калверт, Кен [R-CA] Каммак, Кэт [R-FL] Карбахал, Салуд О. [D-CA] Карденас, Тони [D-CA] Кэри, Майк [R-OH] Карл , Джерри Л. [R-AL] Карсон, Андре [D-IN] Картер, Эрл Л. «Бадди» [R-GA] Картер, Джон Р. [R-TX] Картер, Трой [D-LA] Картрайт, Мэтт [D-PA] Кейс, Эд [D-HI] Кастен, Шон [D-IL] Кастор, Кэти [D-FL] Кастро, Хоакин [D-TX] Коуторн, Мэдисон [R-NC] Шабо, Стив [ R-OH] Чейни, Лиз [R-WY] Черфилус-МакКормик, Шейла [D-FL] Чу, Джуди [D-CA] Чичиллин, Дэвид Н. [D-RI] Кларк, Кэтрин М. [D-MA] Кларк, Иветт Д.[D-NY] Кливер, Эмануэль [D-MO] Клайн, Бен [R-VA] Клауд, Майкл [R-TX] Клайберн, Джеймс Э. [D-SC] Клайд, Эндрю С. [R-GA] Коэн , Стив [D-TN] Коул, Том [R-OK] Комер, Джеймс [R-KY] Коннолли, Джеральд Э. [D-VA] Купер, Джим [D-TN] Корреа, Дж. Луис [D-CA ] Коста, Джим [D-CA] Кортни, Джо [D-CT] Крейг, Энджи [D-MN] Кроуфорд, Эрик А. «Рик» [R-AR] Креншоу, Дэн [R-TX] Крист, Чарли [ D-FL] Кроу, Джейсон [D-CO] Куэльяр, Генри [D-TX] Кертис, Джон Р. [R-UT] Дэвидс, Шарис [D-KS] Дэвидсон, Уоррен [R-OH] Дэвис, Дэнни К. [D-IL] Дэвис, Родни [R-IL] Дин, Мадлен [D-PA] ДеФацио, Питер А.[D-OR] ДеГетт, Диана [D-CO] ДеЛауро, Роза Л. [D-CT] ДельБене, Сьюзан К. [D-WA] Дельгадо, Антонио [D-NY] Демингс, Вэл Батлер [D-FL] ДеСолнье, Марк [D-CA] ДеЖарле, Скотт [R-TN] Дойч, Теодор Э. [D-FL] Диас-Баларт, Марио [R-FL] Дингелл, Дебби [D-MI] Доггетт, Ллойд [D- TX] Дональдс, Байрон [R-FL] Дойл, Майкл Ф. [D-PA] Дункан, Джефф [R-SC] Данн, Нил П. [R-FL] Эллзи, Джейк [R-TX] Эммер, Том [ R-MN] Эскобар, Вероника [D-TX] Эшу, Анна Г. [D-CA] Эспайлат, Адриано [D-NY] Эстес, Рон [R-KS] Эванс, Дуайт [D-PA] Фэллон, Пэт [ R-TX] Финстра, Рэнди [R-IA] Фергюсон, А.Дрю, IV [R-GA] Фишбах, Мишель [R-MN] Фицджеральд, Скотт [R-WI] Фицпатрик, Брайан К. [R-PA] Флейшманн, Чарльз Дж. «Чак» [R-TN] Флетчер, Лиззи [D-TX] Фортенберри, Джефф [R-NE] Фостер, Билл [D-IL] Фокс, Вирджиния [R-NC] Франкель, Лоис [D-FL] Франклин, К. Скотт [R-FL] Фадж, Марсия Л. [D-OH] Фулчер, Расс [R-ID] Гаетц, Мэтт [R-FL] Галлахер, Майк [R-WI] Галлего, Рубен [D-AZ] Гараменди, Джон [D-CA] Гарбарино, Эндрю Р. [R-NY] Гарсия, Хесус Г. «Чуй» [D-IL] Гарсия, Майк [R-CA] Гарсия, Сильвия Р. [D-TX] Гиббс, Боб [R-OH] Хименес, Карлос А. .[R-FL] Гомерт, Луи [R-TX] Голден, Джаред Ф. [D-ME] Гомес, Джимми [D-CA] Гонсалес, Тони [R-TX] Гонсалес, Энтони [R-OH] Гонсалес, Висенте [D-TX] Гонсалес-Колон, Дженниффер [R-PR] Гуд, Боб [R-VA] Гуден, Лэнс [R-TX] Госар, Пол А. [R-AZ] Готхаймер, Джош [D-NJ] Грейнджер , Кей [R-TX] Грейвс, Гаррет [R-LA] Грейвс, Сэм [R-MO] Грин, Эл [D-TX] Грин, Марк Э. [R-TN] Грин, Марджори Тейлор [R-GA] Гриффит, Х. Морган [R-VA] Грихальва, Рауль М. [D-AZ] Гротман, Гленн [R-WI] Гест, Майкл [R-MS] Гатри, Бретт [R-KY] Хааланд, Дебра А.[D-NM] Хагедорн, Джим [R-MN] Хардер, Джош [D-CA] Харрис, Энди [R-MD] Харшбаргер, Диана [R-TN] Харцлер, Вики [R-MO] Гастингс, Элси Л. [D-FL] Хейс, Джахана [D-CT] Херн, Кевин [R-OK] Херрелл, Иветт [R-NM] Эррера Бейтлер, Хайме [R-WA] Хайс, Джоди Б. [R-GA] Хиггинс, Брайан [D-NY] Хиггинс, Клэй [R-LA] Хилл, Дж. Френч [R-AR] Хаймс, Джеймс А. [D-CT] Хинсон, Эшли [R-IA] Холлингсворт, Трей [R-IN] Хорсфорд, Стивен [D-NV] Хулахан, Крисси [D-PA] Хойер, Стени Х. [D-MD] Хадсон, Ричард [R-NC] Хаффман, Джаред [D-CA] Хьюзенга, Билл [R-MI] Исса, Даррелл Э.[R-CA] Джексон Ли, Шейла [D-TX] Джексон, Ронни [R-TX] Джейкобс, Крис [R-NY] Джейкобс, Сара [D-CA] Джаяпал, Прамила [D-WA] Джеффрис, Хаким С. [D-NY] Джонсон, Билл [R-OH] Джонсон, Дасти [R-SD] Джонсон, Эдди Бернис [D-TX] Джонсон, Генри С. «Хэнк» младший [D-GA] Джонсон, Майк [R-LA] Джонс, Мондер [D-NY] Джордан, Джим [R-OH] Джойс, Дэвид П. [R-OH] Джойс, Джон [R-PA] Кахеле, Кайалии [D-HI] Каптур , Марси [D-OH] Катко, Джон [R-NY] Китинг, Уильям Р. [D-MA] Келлер, Фред [R-PA] Келли, Майк [R-PA] Келли, Робин Л. [D-IL ] Келли, Трент [R-MS] Ханна, Ро [D-CA] Килди, Дэниел Т.[D-MI]Килмер, Дерек [D-WA]Ким, Энди [D-NJ]Ким, Янг [R-CA]Кинд, Рон [D-WI]Кинзингер, Адам [R-IL]Киркпатрик, Энн [D -AZ] Кришнамурти, Раджа [D-IL] Кастер, Энн М. [D-NH] Кустофф, Дэвид [R-TN] ЛаХуд, Дарин [R-IL] ЛаМальфа, Дуг [R-CA] Лэмб, Конор [D -PA] Ламборн, Дуг [R-CO] Ланжевен, Джеймс Р. [D-RI] Ларсен, Рик [D-WA] Ларсон, Джон Б. [D-CT] Латта, Роберт Э. [R-OH] ЛаТернер , Джейк [R-KS] Лоуренс, Бренда Л. [D-MI] Лоусон, Эл, младший [D-FL] Ли, Барбара [D-CA] Ли, Сьюзи [D-NV] Леже Фернандес, Тереза ​​[D -NM] Леско, Дебби [R-AZ] Летлоу, Джулия [R-LA] Левин, Энди [D-MI] Левин, Майк [D-CA] Лью, Тед [D-CA] Лофгрен, Зои [D-CA] ] Лонг, Билли [R-MO] Лоудермилк, Барри [R-GA] Ловенталь, Алан С.[D-CA] Лукас, Фрэнк Д. [R-OK] Люткемейер, Блейн [R-MO] Лурия, Элейн Г. [D-VA] Линч, Стивен Ф. [D-MA] Мейс, Нэнси [R-SC ] Малиновски, Том [D-NJ] Маллиотакис, Николь [R-NY] Мэлони, Кэролин Б. [D-NY] Мэлони, Шон Патрик [D-NY] Манн, Трейси [R-KS] Мэннинг, Кэти Э. [ D-NC] Мэсси, Томас [R-KY] Маст, Брайан Дж. [R-FL] Мацуи, Дорис О. [D-CA] МакБат, Люси [D-GA] Маккарти, Кевин [R-CA] Маккол, Майкл Т. [R-TX] Макклейн, Лиза К. [R-MI] МакКлинток, Том [R-CA] МакКоллум, Бетти [D-MN] МакИчин, А. Дональд [D-VA] Макговерн, Джеймс П.[D-MA] МакГенри, Патрик Т. [R-NC] МакКинли, Дэвид Б. [R-WV] МакМоррис Роджерс, Кэти [R-WA] МакНерни, Джерри [D-CA] Микс, Грегори В. [D- Нью-Йорк] Мейер, Питер [R-MI] Менг, Грейс [D-NY] Мейзер, Дэниел [R-PA] Мфуме, Квейси [D-MD] Миллер, Кэрол Д. [R-WV] Миллер, Мэри Э. [ R-IL] Миллер-Микс, Марианнетт [R-IA] Муленаар, Джон Р. [R-MI] Муни, Александр X. [R-WV] Мур, Барри [R-AL] Мур, Блейк Д. [R- UT] Мур, Гвен [D-WI] Морелл, Джозеф Д. [D-NY] Моултон, Сет [D-MA] Мрван, Фрэнк Дж. [D-IN] Маллин, Маркуэйн [R-OK] Мерфи, Грегори [ R-NC] Мерфи, Стефани Н.[D-FL] Надлер, Джеррольд [D-NY] Наполитано, Грейс Ф. [D-CA] Нил, Ричард Э. [D-MA] Негус, Джо [D-CO] Нельс, Трой Э. [R-TX ] Ньюхаус, Дэн [R-WA] Ньюман, Мари [D-IL] Норкросс, Дональд [D-NJ] Норман, Ральф [R-SC] Нортон, Элеонора Холмс [D-DC] Нуньес, Девин [R-CA] О’Халлеран, Том [D-AZ] Обернольте, Джей [R-CA] Окасио-Кортес, Александрия [D-NY] Омар, Ильхан [D-MN] Оуэнс, Берджесс [R-UT] Палаццо, Стивен М. [ R-MS] Паллоне, Фрэнк-младший [D-NJ] Палмер, Гэри Дж. [R-AL] Панетта, Джимми [D-CA] Паппас, Крис [D-NH] Паскрелл, Билл-младший [D- Нью-Джерси] Пейн, Дональд М., младший [D-NJ] Пелоси, Нэнси [D-CA] Пенс, Грег [R-IN] Перлмуттер, Эд [D-CO] Перри, Скотт [R-PA] Питерс, Скотт Х. [D-CA] Пфлюгер, Август [R-TX] Филлипс, Дин [D-MN] Пингри, Челли [D-ME] Пласкетт, Стейси Э. [D-VI] Покан, Марк [D-WI] Портер, Кэти [D-CA] Поузи, Билл [R-FL] Прессли, Аянна [D-MA] Прайс, Дэвид Э. [D-NC] Куигли, Майк [D-IL] Радеваген, Аумуа Амата Коулман [R-AS] Раскин, Джейми [D- MD] Рид, Том [R-NY] Решенталер, Гай [R-PA] Райс, Кэтлин М. [D-NY] Райс, Том [R-SC] Ричмонд, Седрик Л. [D-LA] Роджерс, Гарольд [ R-KY] Роджерс, Майк Д.[R-AL] Роуз, Джон В. [R-TN] Розендейл-старший, Мэтью М. [R-MT] Росс, Дебора К. [D-NC] Роузер, Дэвид [R-NC] Рой, Чип [R -TX] Ройбал-Аллард, Люсиль [D-CA]Руис, Рауль [D-CA]Рупперсбергер, CA Датч [D-MD]Раш, Бобби Л. [D-IL]Резерфорд, Джон Х. [R-FL] Райан, Тим [D-OH] Саблан, Грегорио Килили Камачо [D-MP] Салазар, Мария Эльвира [R-FL] Сан-Николас, Майкл FQ [D-GU] Санчес, Линда Т. [D-CA] Сарбейнс, Джон П. [D-MD] Скализ, Стив [R-LA] Скэнлон, Мэри Гей [D-PA] Шаковски, Дженис Д. [D-IL] Шифф, Адам Б. [D-CA] Шнайдер, Брэдли Скотт [D -IL] Шредер, Курт [D-OR] Шриер, Ким [D-WA] Швайкерт, Дэвид [R-AZ] Скотт, Остин [R-GA] Скотт, Дэвид [D-GA] Скотт, Роберт С.«Бобби» [D-VA] Сешнс, Пит [R-TX] Сьюэлл, Терри А. [D-AL] Шерман, Брэд [D-CA] Шеррилл, Мики [D-NJ] Симпсон, Майкл К. [R- ID] Сиры, Альбио [D-NJ] Слоткин, Элисса [D-MI] Смит, Адам [D-WA] Смит, Адриан [R-NE] Смит, Кристофер Х. [R-NJ] Смит, Джейсон [R- MO] Смакер, Ллойд [R-PA] Сото, Даррен [D-FL] Спанбергер, Эбигейл Дэвис [D-VA] Спартц, Виктория [R-IN] Спейер, Джеки [D-CA] Стэнсбери, Мелани Энн [D- NM] Стэнтон, Грег [D-AZ] Штаубер, Пит [R-MN] Стил, Мишель [R-CA] Стефаник, Элиз М. [R-NY] Стайл, Брайан [R-WI] Штойбе, В.Грегори [R-FL] Стивенс, Хейли М. [D-MI] Стюарт, Крис [R-UT] Стиверс, Стив [R-OH] Стрикленд, Мэрилин [D-WA] Суоцци, Томас Р. [D-NY] Суолвелл, Эрик [D-CA] Такано, Марк [D-CA] Тейлор, Ван [R-TX] Тенни, Клаудия [R-NY] Томпсон, Бенни Г. [D-MS] Томпсон, Гленн [R-PA] Томпсон, Майк [D-CA] Тиффани, Томас П. [R-WI] Тиммонс, Уильям Р. IV [R-SC] Титус, Дина [D-NV] Тлайб, Рашида [D-MI] Тонко, Пол [D -NY] Торрес, Норма Дж. [D-CA] Торрес, Ричи [D-NY] Трэхан, Лори [D-MA] Троун, Дэвид Дж. [D-MD] Тернер, Майкл Р. [R-OH] Андервуд , Лорен [D-IL] Аптон, Фред [R-MI] Валадао, Дэвид Г.[R-CA] Ван Дрю, Джефферсон [R-NJ] Ван Дайн, Бет [R-TX] Варгас, Хуан [D-CA] Визи, Марк А. [D-TX] Вела, Филемон [D-TX] Веласкес , Нидия М. [D-NY] Вагнер, Энн [R-MO] Уолберг, Тим [R-MI] Валорски, Джеки [R-IN] Вальц, Майкл [R-FL] Вассерман Шульц, Дебби [D-FL] Уотерс, Максин [D-CA] Уотсон Коулман, Бонни [D-NJ] Вебер, Рэнди К. старший [R-TX] Вебстер, Дэниел [R-FL] Уэлч, Питер [D-VT] Венструп, Брэд Р. [R-OH] Вестерман, Брюс [R-AR] Векстон, Дженнифер [D-VA] Уайлд, Сьюзен [D-PA] Уильямс, Никема [D-GA] Уильямс, Роджер [R-TX] Уилсон, Фредерика С. .[D-FL] Уилсон, Джо [R-SC] Виттман, Роберт Дж. [R-VA] Вомак, Стив [R-AR] Райт, Рон [R-TX] Ярмут, Джон А. [D-KY] Янг , Дон [R-AK] Зелдин, Ли М. [R-NY] Любой член Сената Болдуин, Тэмми [D-WI] Баррассо, Джон [R-WY] Беннет, Майкл Ф. [D-CO] Блэкберн, Марша [ R-TN] Блюменталь, Ричард [D-CT] Блант, Рой [R-MO] Букер, Кори А. [D-NJ] Бузман, Джон [R-AR] Браун, Майк [R-IN] Браун, Шеррод [ D-OH] Берр, Ричард [R-NC] Кантвелл, Мария [D-WA] Капито, Шелли Мур [R-WV] Кардин, Бенджамин Л. [D-MD] Карпер, Томас Р. [D-DE] Кейси , Роберт П., младший [D-PA] Кэссиди, Билл [R-LA] Коллинз, Сьюзен М. [R-ME] Кунс, Кристофер А. [D-DE] Корнин, Джон [R-TX] Кортес Масто, Кэтрин [D -NV] Коттон, Том [R-AR] Крамер, Кевин [R-ND] Крапо, Майк [R-ID] Круз, Тед [R-TX] Дейнс, Стив [R-MT] Дакворт, Тэмми [D-IL ] Дурбин, Ричард Дж. [D-IL] Эрнст, Джони [R-IA] Файнштейн, Дайэнн [D-CA] Фишер, Деб [R-NE] Гиллибранд, Кирстен Э. [D-NY] Грэм, Линдси [R -SC] Грассли, Чак [R-IA] Хагерти, Билл [R-TN] Харрис, Камала Д. [D-CA] Хассан, Маргарет Вуд [D-NH] Хоули, Джош [R-MO] Генрих, Мартин [ D-NM] Хикенлупер, Джон У.[D-CO] Хироно, Мэйзи К. [D-HI] Хувен, Джон [R-ND] Хайд-Смит, Синди [R-MS] Инхоф, Джеймс М. [R-OK] Джонсон, Рон [R-WI ] Кейн, Тим [D-VA] Келли, Марк [D-AZ] Кеннеди, Джон [R-LA] Кинг, Ангус С.-младший [I-ME] Клобучар, Эми [D-MN] Лэнкфорд, Джеймс [ R-OK] Лихи, Патрик Дж. [D-VT] Ли, Майк [R-UT] Леффлер, Келли [R-GA] Лухан, Бен Рэй [D-NM] Ламмис, Синтия М. [R-WY] Манчин , Джо, III [D-WV] Марки, Эдвард Дж. [D-MA] Маршалл, Роджер [R-KS] МакКоннелл, Митч [R-KY] Менендес, Роберт [D-NJ] Меркли, Джефф [D-OR ] Моран, Джерри [R-KS] Мурковски, Лиза [R-AK] Мерфи, Кристофер [D-CT] Мюррей, Пэтти [D-WA] Оссофф, Джон [D-GA] Падилья, Алекс [D-CA] Пол , Рэнд [R-KY] Питерс, Гэри С.[D-MI] Портман, Роб [R-OH] Рид, Джек [D-RI] Риш, Джеймс Э. [R-ID] Ромни, Митт [R-UT] Розен, Джеки [D-NV] Раундс, Майк [R-SD] Рубио, Марко [R-FL] Сандерс, Бернард [I-VT] Сассе, Бен [R-NE] Шац, Брайан [D-HI] Шумер, Чарльз Э. [D-NY] Скотт, Рик [R-FL] Скотт, Тим [R-SC] Шахин, Жанна [D-NH] Шелби, Ричард С. [R-AL] Синема, Кирстен [D-AZ] Смит, Тина [D-MN] Стабеноу, Дебби [D-MI] Салливан, Дэн [R-AK] Тестер, Джон [D-MT] Тьюн, Джон [R-SD] Тиллис, Томас [R-NC] Туми, Патрик [R-PA] Тубервиль, Томми [R -AL] Ван Холлен, Крис [D-MD] Уорнер, Марк Р.[D-VA] Уорнок, Рафаэль Г. [D-GA] Уоррен, Элизабет [D-MA] Уайтхаус, Шелдон [D-RI] Уикер, Роджер Ф. [R-MS] Уайден, Рон [D-OR] Янг , Тодд [R-IN]

Отборы, которые выделяют рекомбинантные митохондриальные геномы у животных

В рукописи описывается животная модель Drosophila , которая может генерировать генетический обмен между митохондриальными геномами, что, по мнению рецензентов, полностью подтверждается доказательствами. Рецензенты также единодушно согласились с тем, что разработка системы, которая преодолевает существующий «барьер» гаплотипов мтДНК, представляет собой значительный прогресс в этой области.Однако механистическая основа наблюдаемого генетического обмена была недостаточно выяснена. Кроме того, рецензенты отметили, что события генетического обмена, наблюдаемые в исследованиях, были редкими, а частота таких событий наблюдалась только в условиях сильного отбора, что вызывает опасения, что система не сообщает механизм нативных событий. В связи с этим рецензенты также отметили, что большинство наблюдений рекомбинации, о которых сообщается в рукописи, были ранее опубликованы (подробности см. Ниже), что не получило должного признания.Учитывая эти моменты, было решено, что прогресс заключается в разработке работающей системы для изучения генетического обмена мтДНК, которую можно было бы использовать, например, для картирования областей, вызывающих заболевание у животного сообществом. Таким образом, консенсус состоял в том, чтобы попросить авторов пересмотреть свое исследование как рукопись «Инструменты и ресурсы».

Этот обзор предполагает, что «механистическая основа наблюдаемого генетического обмена не была достаточно выяснена». Мы признаем, что многое еще предстоит узнать о механизме рекомбинации. Тем не менее, мы сообщаем о беспрецедентных достижениях в документировании и описании рекомбинации в митохондриях животных и полностью документируем наши выводы.

В обзоре также отмечается, что рекомбинанты встречались редко и наблюдались «в условиях сильного отбора». Рекомбинация изучалась в течение десятилетий путем отбора рекомбинантных генотипов, и во многих случаях события происходят редко (например, соматическая рекомбинация, приводящая к потере гетерозиготности и прогрессированию рака, к счастью, особенно редка).По причинам, которые нам не ясны, наше применение генетического подхода вызывает до сих пор никогда не упоминавшуюся озабоченность, «что система не информирует механизм местных событий». Это обвинение в области генетики или только наша работа? Мы не понимаем логики. Ни редкость, ни обнаружение с помощью генетического отбора не должны лишать рекомбинацию статуса естественного явления. Рекомбинация часто является редким событием, но, тем не менее, имеет глубокие последствия и считается необходимым условием предотвращения ухудшения генома из-за «храповика Мюллера» (Muller, 1932). Кроме того, обычно считается, что отбор воздействует на предшествующие события, которые следует квалифицировать как естественные, ведь Дарвин называл его естественным отбором. Тем не менее вероятность того, что стресс может вызвать рекомбинацию, реальна, но она увеличивает, а не уменьшает биологическое воздействие процесса. Рекомбинация между полностью функциональными геномами может генерировать неаллельные события, вызывающие мутагенные перестройки, поэтому ее следует избегать при отсутствии проблем. Напротив, рекомбинация может восстанавливать функцию геномов с отчетливыми дефектами и, таким образом, может продуктивно индуцироваться в условиях недостаточной функции или повреждения ДНК.Мы рассмотрим это ниже, отвечая на конкретный комментарий в обзоре.

Рецензенты «отметили, что большинство наблюдений рекомбинации, о которых сообщается в рукописи, были ранее опубликованы, что не было должным образом подтверждено». Во-первых, рецензенты упоминают статьи, на которые мы ссылались. Хотя в литературе есть много дополнительных и неучтенных статей, в которых обсуждается рекомбинация в митохондриях животных, мы считаем, что правильно представили противоречивый статус литературы.Во-вторых, обзор не указывает на какие-либо наблюдения, которые предвосхищали ключевой вывод этой рукописи. Единственное зарегистрированное наблюдение, имеющее аналогию в литературе, — это то, которое мы представили специально для того, чтобы показать параллель. Мы показали, что гетероплазматические штаммы могут достоверно воспроизводить два генома в нескольких поколениях. Как и аналогичный результат на мышах, наш анализ не смог обнаружить рекомбинанты у мух без отбора. Он был представлен, чтобы предложить потенциальные параллели между системами и подчеркнуть важность специальных инструментов, которые мы разработали, чтобы вывести анализ рекомбинации на новый и беспрецедентный уровень.Основные подходы, результаты и характеристики, представленные в этой статье, уникальны. Мы обсудим конкретные статьи ниже, но здесь отметим, что они демонстрируют мало консенсуса в отношении существования рекомбинации в митохондриях животных и мало что говорят о ее характеристиках.

Комментарии по механическим аспектам работы :

Данные ясно подтверждают появление гаплотипов мтДНК, содержащих участки последовательности двух родительских молекул мтДНК после отбора.Однако недостаточно ясно, являются ли эти гаплотипы продуктами гомологичной рекомбинации. Например, авторы окончательно не исключили конверсию генов как возможное объяснение своих результатов. Длина пути предполагаемого кроссинговера сама по себе недостаточна для того, чтобы отличить генную конверсию от истинного кроссинговера. Соответственно, авторам следует пересмотреть свое название, чтобы в более общем плане называть эти события генетическим обменом .

Рекомбинация — это генетический термин, который относится к появлению неродительских комбинаций входных аллелей в потомстве организмов или клеток.Об этом сообщается в рукописи. Подобно рекомбинации, генная конверсия имеет генетическое определение: когда продукты мейоза обнаруживают частоты аллелей, несовместимые с правилами Менделя, говорят, что один аллель преобразуется в другой. Генная конверсия представляет собой разновидность рекомбинации, т.е. в потомстве обнаруживаются неродительские комбинации аллелей. Например, Чен и др. (Nature, 2007) утверждают: «У эукариот генная конверсия представляет собой основную форму гомологичной рекомбинации, которая инициируется двухцепочечными разрывами ДНК.Кроме того, согласно молекулярной биологии клетки. 4-е издание (Брюс Альбертс и др.): «В процессе генной конверсии информация о последовательности ДНК переносится из одной спирали ДНК, которая остается неизменной (донорная последовательность), в другую спираль ДНК, последовательность которой изменена (акцепторная последовательность). Это может происходить несколькими способами, каждый из которых включает следующие два процесса: (1) событие гомологичной рекомбинации, которое сопоставляет две гомологичные двойные спирали ДНК, и (2) ограниченный объем локализованного синтеза ДНК, который необходим для создания лишняя копия одного аллеля.Тот факт, что рекомбинация является термином, охватывающим конверсию генов, прекрасно подчеркивается тем фактом, что презентация Робином Холлидеем его модели рекомбинации (1964 Genet. Res., 5, стр. 282–304) была озаглавлена ​​«Механизм конверсии генов». у грибов». Таким образом, мы не согласны с опасениями рецензентов по поводу пересмотра названия.

Мы не совсем уверены, что имеется в виду под комментарием о том, что «недостаточно ясно, являются ли эти гаплотипы продуктами гомологичной рекомбинации».Опять же, рекомбинация определяется восстановлением неродительского рекомбинантного потомства, и мы демонстрируем это на фенотипическом и генетическом уровне. Гомологическая рекомбинация относится к событиям, в которых продукты соединяются в участках гомологии. Точные аллельные соединения во множестве выделенных рекомбинантов показывают, что эти рекомбинанты являются результатом гомологически направленного обмена. Мы считаем, что это ясно. Если дело в том, что мы не определили детальную энзимологию и механизм, то мы согласны, но отметим, что в тех системах, где рекомбинация изучается десятилетиями, механизмы разрабатывались многими лабораториями в течение многих лет, и до сих пор недавняя работа остается актуальной. уточняя наши представления о механизме даже в наиболее изученных системах.Кроме того, мы подчеркиваем, что рекомбинация не определяется уникальным механизмом. Действительно, это происходит по множеству механизмов. Например, рекомбинация бактериофага Lambda, которая является одним из столпов современной генной инженерии путем рекомбинации, рекомбинации (например, Pines et al., 2015), не использует тот же механизм, что и рекомбинация, опосредованная E. coli RecA. Lambda в значительной степени зависит от процессивной экзонуклеазы, которая производит расширенные треки одноцепочечной ДНК, которые взаимодействуют, в то время как RecA опосредует спаривание между дуплексными молекулами.Мы утверждаем, что добились беспрецедентных успехов в документировании и описании митохондриальной рекомбинации животных, и признаем, что система находится в зачаточном состоянии и нам еще многое предстоит узнать.

Обзор предполагает, что примером недостаточности работы является неспособность окончательно исключить генную конверсию как источник рекомбинантов. Такое внимание к конверсии генов, по-видимому, основано на непонимании того, что конверсия генов является механизмом. Как упоминалось выше, конверсия генов определяется заменой одного аллеля на другой и может происходить по множеству механизмов.Например, трансляция Holliday junction приводит к образованию гетеродуплексов с несовпадениями в точках дискордантности последовательности: репарация несоответствия может исправлять несоответствия, чаще всего путем вырезания и восстановления, что приводит к потере одного аллеля (Holliday, 1964). Альтернативно, при рекомбинации, индуцированной двухцепочечным разрывом, гетеродуплекс также может продуцироваться другими путями и сходным образом репарироваться с помощью механизмов репарации несоответствия (Kobayashi, 1992). Кроме того, механизм отжига цепей, зависящий от синтеза (McMahill et al., 2007) обеспечивает еще один механизм генерации гетеродуплекса. В общем, конверсия генов не определяется механизмом, и существует множество механизмов, ведущих к конверсии. Кроме того, эти механизмы не имеют простой взаимно однозначной связи с генетическими исходами, при этом один вызывает рекомбинацию, а другой – конверсию генов. Важно отметить, что все события, ведущие к рекомбинантным геномам, должным образом называются рекомбинацией. При просмотре нашего текста мы поняли, что в нескольких местах мы непреднамеренно предложили дихотомию между рекомбинацией и генной конверсией, которую мы сейчас оспариваем.Мы переписали несколько абзацев и изменили подзаголовок раздела в Обсуждении, чтобы избежать этого.

Существуют хорошо зарекомендовавшие себя статистические тесты на конверсию генов, которые следует применять, особенно учитывая, что в некоторых случаях предполагаемые рекомбинантные гаплотипы уже секвенированы.

Имеются подробные характеристики конверсии генов в определенных биологических условиях, но измеренные параметры не приводят к «тесту на конверсию генов», поскольку значения в значительной степени определяются длиной пути конверсии, параметром, который сильно варьируется в зависимости от контекста и конкретного механизма. лежит в основе процесса преобразования.По этой причине мы не считаем, что предлагаемый анализ будет действительным. Тем не менее верно то, что обычно изучаемые формы генной конверсии имеют относительно короткую длину пути, и мы рассмотрели, согласуются ли наши результаты с другими случаями генетической модификации. Согласно нескольким экспериментальным исследованиям для организмов, включая дрожжи, человека и дрозофилу , средняя длина пути для обмена мейотическими генами находится в диапазоне 350-2000 п.н. (Padhukasahasram and Rannala, 2013, Chen et al, 2007).У Drosophila он оценивается примерно в 352 п.н. (Hilliker et al., 1994). Все рекомбинанты, выделенные нами между D. mel и D. yak , включают по крайней мере 1 т.п.о. непрерывного обмена. Кроме того, рекомбинант, выделенный нами между чувствительным к температуре мутантом и ATP6[1] , демонстрирует обмен непрерывным фрагментом размером 7,5 т.п.о., что значительно превышает среднюю длину пути конверсии ядерного мейотического гена (используя данные и модель Hilliker et al. ., 1994 для мейотических ядерных событий вероятность следа генной конверсии такой длины была бы меньше 10 -9 ).Совсем недавно, проследив дополнительные линии, гетероплазматические для ATP6[1] и чувствительные к температуре геномы, мы восстановили еще два рекомбинанта (это открытие и данные о последовательности были добавлены в рукопись как часть рисунка 2 — приложение к рисунку 1), оба вовлечены обмен длинным отрезком непрерывной последовательности (5-12 т.п.н.), опять же далеко за пределами диапазона, характерного для большинства систем генной конверсии. Однако, поскольку различные механизмы гомологичной рекомбинации производят продукты, которые являются консервативными событиями обмена, а также продукты, которые превращают один аллель в другой, мы предполагаем, что попытки различить эти процессы без генетического теста, который их определяет, не очень важны.Вместо этого важными аспектами, о которых мы сообщаем, являются особенности продуктов рекомбинации. Мы переписали Обсуждение, чтобы сохранить более прямую связь с предоставленными данными, и считаем, что эти данные дают осмысленное представление о процессах, участвующих в создании рекомбинантов, которые мы описываем.

Авторы не установили, что родительские гаплотипы в непосредственной близости необходимы для рекомбинации (например, путем визуализации гетероплазматических нуклеоидов дрозофилы , помеченных FISH), несмотря на способность делать это, как показано в предыдущих рукописях этой группы.

Мы не считаем необходимым показывать, что родительские гаплотипы находятся в непосредственной близости, необходимой для рекомбинации, потому что мы задокументировали, что они действительно рекомбинировали. Мы никогда не отображали гетероплазматические нуклеоиды дрозофилы , помеченные FISH, ни в одной из наших предыдущих рукописей. Мы также отмечаем, что взаимодействие, которое дало начало рекомбинантам, могло быть преходящим и могло произойти в любой момент в течение жизненного цикла мух. Наконец, на данный момент мы считаем, что критерий визуализации, который определял бы близость рекомбинации, непрактичен, и мы не видим, как его отсутствие ставит под сомнение существование охарактеризованных нами рекомбинантов.

Авторы не предоставили каких-либо доказательств того, что мтДНК Drosophila способна формировать истинные Holliday junctions, и не смогли обсудить соответствующую литературу о структуре промежуточных продуктов репликации мтДНК .

Эти соединения редко визуализировались за пределами их образования в реакциях in vitro, и отсутствие прямой демонстрации в большинстве систем не помешало изучению рекомбинации. Кроме того, соединения Холлидея используются не во всех формах рекомбинации, и структура также может образовываться без образования рекомбинанта.Мы считаем, что демонстрация узлов Холлидея на данном этапе нецелесообразна и в значительной степени не связана с достижениями, сделанными в статье.

Мы воздерживались от обсуждения структуры промежуточных продуктов репликации мтДНК, потому что у Drosophila нет консенсуса даже в отношении основных аспектов механизма репликации. Например, в недавней статье Джоерса и Джейкоба, 2013 г., утверждается, что репликация является однонаправленной (начиная с некодирующей области и продолжаясь в направлении локуса рРНК) и в основном сопряженной цепью (как и почти все промежуточные продукты, которые были обнаружены с помощью 2D-электрофорез оказался полностью двухцепочечным). Однако их данные противоречат ранее предложенной модели смещения нити для репликации мтДНК, которая основана на визуализации репликативных форм с помощью просвечивающего электронного микроскопа (например, Goddard and Wolstenholme, 1978). Мы по-прежнему придерживаемся мнения, что в настоящее время обширное обсуждение потенциального взаимодействия с репликацией принесет мало пользы, но в ответ на следующий вопрос мы добавили конкретные соображения и попытались прояснить, что мы не исключили взаимодействия. с репликацией.

Точки кроссовера в предполагаемых рекомбинантах часто находятся вблизи точек начала репликации тяжелой или легкой цепи или сайта остановки репликации mTERF. Как авторы исключили возможность того, что новые гаплотипы могут возникать в результате переключения нитей застопорившихся вилок? Можно ли использовать другие сайты рестрикции для индукции DBS, которые находятся дальше от этих сайтов?

Наша рукопись не исключает конкретных механизмов, и мы не исключаем механизмов переключения нитей. Действительно, в качестве возможного механизма мы предложили «разрыв индуцированной репликации» или BIR. Этот механизм постулирует, что разрывы индуцируют инвазию гомологичного дуплекса с последующим репликативным удлинением вторгающейся нити, то есть переключением нитей (см. Arand et al., 2013). Хотя название подчеркивает двухцепочечные разрывы, и мы выдвинули эту конкретную идею из-за данных, полученных при отборе ферментов двойной рестрикции, этот механизм, по-видимому, также используется для восстановления застопорившихся вилок (Constantino et al., 2014).

Предложение изучить возможное совпадение рекомбинационных соединений со специальными последовательностями, такими как точки начала репликации, интересно, но без проверки причинно-следственной связи неясно, можно ли придавать этому большое значение. Тем не менее, мы рассмотрели этот вопрос. Большинство наших сайтов рекомбинации не были локализованы вблизи точки начала репликации, но на это может влиять быстрая дивергенция последовательностей вокруг точек начала репликации, так что гомология снижается. Ни один из наиболее точно картированных сайтов рекомбинации между D.melanogaster и D. yakuba , сопоставьте любой из упомянутых участков. Однако расположение сайтов рекомбинации в этих случаях может быть особенным, поскольку сайты ограничены частыми перерывами гомологии в этом спаривании. Одно соединение рекомбинанта между ATP6[1] и чувствительным к температуре геномом было картировано в области 531 п.н. (1154-12085), которая охватывает сайт связывания mTERF ниже ND1. Кроме того, один из двух других недавно выделенных рекомбинантов между этими геномами был картирован в области 631 п.н. (5978-6619), которая охватывает другой сайт связывания mTERF в 6314.Хотя, возможно, это согласуется с ролью остановки репликационной вилки возле сайтов mTERF в запуске рекомбинации в двух случаях, корреляция слабая, и для выдвижения такого предположения требуется несколько шагов вывода. Мы добавили краткое обсуждение в рукопись.

Утверждение авторов, что использование ферментов, нацеленных на рестрикцию, фактически информирует нас о механизме событий рекомбинации без посторонней помощи, не обязательно верно. Введение разрывов цепей также может привести к обмену, но эта корреляция не доказывает, что те же самые механизмы действительно применимы в ситуациях без рестрикционного переваривания.Таким образом, авторы должны пересмотреть это утверждение. Кроме того, авторы также подразумевают, что рекомбинация довольно распространена и что отбор предоставляет средства для «амплификации» и обнаружения этих событий. Считают ли авторы, что негативные физиологические последствия митохондрий при этих режимах отбора могут быть необходимы для создания позитивных к рекомбинации молекул?

Вопрос о том, что резка рестрикционными ферментами может индуцировать отдельный процесс, является разумным предостережением, и мы внесли изменения в обсуждение, чтобы учесть эту критику.Кроме того, мы удалили слово «естественный» в «Реферате», поскольку оно неуместно подразумевало, что ограничительные сокращения непосредственно стимулировали нормальное событие.

Мы полностью согласны с тем, что стресс может вызвать рекомбинацию, но это трудно проверить. Мы попытались сделать это следующим образом. Для ATP6[1] и селекции, чувствительной к температуре, пять линий, за которыми мы наблюдали при 29°C, также наблюдались при 22°C (популяции в каждой линии были разделены пополам в поколении 1 и сохранялись либо при 29, либо при 22°C). С для следующих поколений).При 22°C отбор против чувствительного к температуре генома незначителен и, по-видимому, незначителен стресс, поскольку мухи здоровы. В пятом поколении (когда средняя численность генома ATP[1] упала примерно до 10% у большинства линий) популяции, растущие при 22°С, были перенесены обратно в 29°С и сохранены там для последующих поколений. Мы пришли к выводу, что если бы рекомбинанты существовали ранее, то можно было бы ожидать одного и того же результата независимо от того, был ли отбор навязан с самого начала или только после снижения генома ATP6[1] .Возможно, подтверждая такое мнение, ни одна из линий, изначально живших при 22°C, не дала выживших, что указывает на возможность индуцированной рекомбинации негативными физиологическими последствиями при высоких температурах. Однако, когда мы рассмотрели события во время отбора, мы поняли, что открытие можно объяснить, не предполагая индуцированную рекомбинацию. Поскольку в первых поколениях происходит огромный рост популяции, мы можем проанализировать только небольшую часть потенциального потомства (мы отбираем популяцию в каждом поколении).Следовательно, температура могла также влиять на эффективность извлечения ранее существовавших рекомбинантов, давая им раннее избирательное преимущество, так что вероятность их выбраковки в ранних поколениях была меньше. Поскольку приведенный выше эксперимент не дает окончательного вывода, мы не включали его в рукопись. Таким образом, идея, хотя и слабо подкрепленная нашим экспериментом, остается гипотетической. Как подчеркивалось в наших комментариях выше, стресс-индукция рекомбинации может значительно усилить ее воздействие.Следовательно, это фактор, который мы не хотим игнорировать, но будем продолжать исследовать.

Рецензенты считают, что, хотя данные ясно демонстрируют, что отбор имеет решающее значение для обмена на лету, большинство наблюдений по обмену были ранее опубликованы. Кроме того, эти наблюдения проводились ранее в гибридных системах, но использовались методы, основанные на амплификации, которые могли индуцировать артефакты (например, Ujvari, B et al., 2007, Biol. Lett., 3, 189-192; Guo et al. др., 2006 , Genetics, 172, 1745-1749), но были убедительно продемонстрированы в би-однородительских митохондриальных системах (например, Ladoukakis et al., 2011 , Mol. Biol. Evol., 28: 1847- 1859 г.) по очень низкой ставке. В связи с этим рецензенты также просят пересмотреть Обсуждение, в частности, чтобы исключить преувеличение значимости. Рецензенты отметили, что значительная часть обсуждения была посвящена потенциальному объяснительному механизму обмена, который на самом деле может не происходить в нативной системе, поскольку модель двухцепочечного разрыва, созданная с помощью рестрикционных ферментов, является в высшей степени искусственной и на самом деле может не быть аналогичной. к природному механизму .

Рецензенты поставили под сомнение новизну работы, так как считали, что большинство наблюдений по обмену были ранее опубликованы. За исключением Guo et al., 2006, работа, которую они цитируют, является работой, на которую мы ссылаемся. Здесь мы изучаем эти отчеты, чтобы рассмотреть, демонстрируют ли они, что наши наблюдения «были опубликованы ранее».

Группа Ларссона представляет свое заключение в заголовке «Нет рекомбинации мтДНК после гетероплазмии в течение 50 поколений в материнской зародышевой линии мышей».Ясно, что в этой статье не сообщалось о генетической селекции организмов, несущих охарактеризованные рекомбинантные геномы. Наоборот, утверждалось, что рекомбинации нет. Как упоминалось выше, мы сообщали о параллельном анализе Drosophila с аналогичным результатом. Мы сообщили об этом эксперименте, потому что подозреваем, что между системами мало различий, кроме того факта, что мы разработали уникальные мощные инструменты, которые позволили нам выйти за рамки этого ограниченного эксперимента, чтобы провести до сих пор никогда не сообщавшиеся эксперименты по прямому отбору и выделению животных с рекомбинантными митохондриальными геномами.

A. Sato et al., 2005, в отличие от S. Berlin et al., 2004, сообщает о митохондриальной рекомбинации у мышей. Сато и др. получили гетероплазматические клетки культуры тканей и гетероплазматических мышей и извлекли митохондриальные геномы из гетероплазматических линий путем клонирования. Многие независимые клоны были секвенированы. В одной из трех экспериментальных установок они идентифицировали два редких клона, имеющих короткие участки последовательности с маркерами SNIP из комплементарного генотипа. В этой статье хорошо показаны редкие соматические рекомбинантные молекулы, которые включают от 36 до 120 п.н. перенесенной последовательности.Примечательно, что передаваемые последовательности короткие. Нет демонстрации событий зародышевой линии, передачи рекомбинантов и обогащения рекомбинантов. Кроме того, обнаруженные ими редкие события не имеют очевидных функциональных последствий. За пределами эволюционной временной шкалы мы считаем это наиболее четким опубликованным экспериментальным тестом рекомбинации на животных до нашей работы, но ни один из опубликованных экспериментов не похож на наш, а их результаты более ограничены и отличаются.

Х.Fukui et al., 2009 получили гетероплазматические клетки культуры тканей и мышей и использовали реакции ПЦР для подтверждения заявлений о редких рекомбинантных молекулах, вызванных экспрессией рестрикционного фермента ScaI. К сожалению, реакции ПЦР сами по себе являются рекомбиногенными, и обе вышеупомянутые статьи показывают, что это приводит к артефактным результатам. В дополнение к неопределенной достоверности, это исследование обнаружило только геномы с большими делециями вблизи места разреза, и все очевидные делеции, кроме одной, были интерпретированы как внутримолекулярные.Вместо полных геномов, полученных в результате обмена последовательностями между родительскими геномами, реаранжированные (удаленные) последовательности, которые были восстановлены с помощью ПЦР, поддерживают это событие рекомбинации. Нет никаких доказательств передачи по зародышевой линии, никаких доказательств функционального вклада, а также неопределенности в отношении вклада множественных сайтов рестрикции в образование указанных фрагментов. Хотя этот отчет может частично совпадать по своему назначению, в нем не сообщается о наблюдениях, сравнимых с наблюдениями в нашей статье.

Б.Ujvari et al., 2007 сообщает об анализе последовательности митохондриального генома диких ящериц, пойманных на границе между двумя разными популяциями ящериц, митохондриальные геномы которых отмечены множеством различий в последовательностях. Было обнаружено, что у одной ящерицы геном имеет несколько промежуточную последовательность. Анализ распределения полиморфизмов в этом промежуточном геноме предполагает эволюционную связь с двумя доминирующими гаплотипами, где один сегмент был тесно связан с одним гаплотипом, а другой сегмент был связан с другим гаплотипом.Это убедительно свидетельствует о том, что в какой-то момент эволюции промежуточного гаплотипа произошло событие рекомбинации. Однако многочисленные различия в последовательностях указывают на то, что доминирующие существующие гаплотипы не были непосредственными родителями промежуточного гаплотипа. Таким образом, исследование не идентифицирует родительские геномы, но делает вывод, что событие рекомбинации в какой-то момент эволюции (очевидно, давно) было источником исключительного генома. Такие популяционные исследования диких популяций, хотя и имеют ценность и поддерживают идею о существовании некоторого генетического обмена, имеют мало общего с нашим анализом и не сообщают о сделанных нами наблюдениях.

Го и др. статья имеет некоторые параллели с B. Ujvari et al., 2007, но мы считаем, что она гораздо менее определенна. В документе Го исследуются последовательности выращивания карпа, которые используются для разведения рыбы на фермах в Китае. Интересный набор межвидовых скрещиваний дает гибридных рыб с полезными свойствами. В статье сообщается об анализе митохондриальной ДНК ряда рыб, отобранных из популяций, использованных в окончательном скрещивании, а также нескольких гибридных рыб. Одна из гибридных рыб имеет последовательность митохондриального генома, в отличие от других гибридов или предполагаемых родителей.Приводится аргумент, что этот геном является рекомбинантным между двумя родительскими типами. Однако связь последовательности с предполагаемыми родителями очень неточна, так как многие полиморфизмы отличают «рекомбинантный» геном от любого из родителей. В результате становится ясно, что геном не был получен как непосредственный продукт рекомбинации, и, учитывая отсутствие знаний о происхождении анализируемых рыб и межвидовом скрещивании, использованном для получения исследованных популяций, кажется вероятным, что этот дивергировавшийся геном был введены интрогрессией из другого штамма или вида.

A. Sato et al., 2005 сообщает о другом анализе организмов, пойманных в дикой природе. При этом исследованные моллюски демонстрируют исключительный и интересный тип наследования их митохондриальных геномов, называемый дважды унипарентальным. Здесь мужской митохондриальный геном сперматозоида передается потомству, но его вклад остается изолированным от митохондриального генома яйцеклетки. Мужской митохондриальный геном вносит вклад только в митохондрии мужской зародышевой линии.Разделение между женской линией и мужской линией настолько четкое, что они развиваются по разным путям и имеют существенные различия в последовательности, что предполагает изоляцию на сотни тысяч или миллионы лет. Тем не менее, некоторые популяции имеют мужские геномы с сегментами, имеющими большое сходство с женским геномом, что считается указанием на событие рекомбинации в более поздней истории эволюции. Это очень интересная биологическая система, и исследование подтверждает редкую рекомбинацию в этих необычных условиях.Однако это подразумевает событие рекомбинации в далеком прошлом, хотя и более недавнее, чем первоначальное разделение между отцовской и материнской линиями. Как и в приведенных выше случаях, мы не согласны с тем, что этот документ может быть представлен в качестве доказательства того, что «большинство наблюдений по обмену были ранее опубликованы».

В цитируемой работе не сообщается об экспериментах, аналогичных нашим, и не приводятся результаты, аналогичные нашим. Если рецензенты считают, что ранее существовали доказательства рекомбинации у млекопитающих, мы не оспариваем этого.Действительно, мы описали литературу как противоречивую, поэтому, конечно, она содержит документы, аргументирующие обе интерпретации. Наконец, мы хотели бы заявить, что, насколько нам известно, ранее не было случаев у животных, у которых рекомбинантные митохондриальные геномы были отобраны у животных и потомство было восстановлено с доминантным рекомбинантным геномом.

Мелкие комментарии :

Обсуждение результатов в начале подраздела «Скрининг рекомбинации без селекции» (Результаты) сбивает с толку.В своей статье Ma et al., Nature Genetics 2014, авторы пишут: «Линии, в которых чувствительный к температуре геном был совмещен с геномом mt:ND2 del1 , также показали раннее снижение распространенности термочувствительных геномов. чувствительный геном. Однако снижение численности не продолжилось до 0%, а асимптотически приблизилось к ~8%». Означает ли это наблюдение, что действительно существует отбор на уровне мтДНК в сценарии «без отбора»? Если это правда, это означает, что эти события можно наблюдать только в сценариях с почти смертельными условиями, а не просто при отборе .

Это очень хороший момент, и, вероятно, в сделанном выводе есть доля правды. В линии, гетероплазматической для геномов mt:ND2 del1 и mt:CoI T300I , по-видимому, происходит отбор против обоих геномов для достижения сбалансированного отношения ~8%. Однако эта сбалансированная гетероплазматическая линия вела себя если не лучше, то, по крайней мере, так же хорошо, как мухи, гомоплазматические для митохондриального генома дикого типа (см. дополнительную таблицу 1b в Ma et al., Nature Genetics 2014). Таким образом, нет никакого функционального преимущества для организма, связанного с получением рекомбинантной мтДНК дикого типа в таких условиях. Таким образом, с точки зрения организма состояние кажется «свободным от отбора», но, по-видимому, существует отбор, действующий на митохондриальные геномы для поддержания соотношения (как указывалось). Поскольку в этой гетероплазматической линии происходит некоторый уровень отбора, мы изменили название первого раздела результатов, поскольку предыдущая формулировка подразумевала иное.

Почему бы этому отбору в митохондриальных геномах не способствовать образованию рекомбинантов в этой «свободной от отбора» ситуации? Одна из причин заключается в том, что рекомбинация может происходить не на той же стадии жизненного цикла, что и очищающий отбор, который ограничивается оогенезом. В самом деле, чтобы дать функциональным геномам преимущество перед менее функциональными геномами во время оогенеза, они должны быть автономными и предположительно в разных митохондриях, тогда как рекомбинация требует, чтобы они находились в одних и тех же митохондриях.В соответствии с идеей о том, что разные типы отбора могут происходить в разное время, мы обнаружили, что репликативный драйв дает селективное преимущество на стадиях, отличных от оогенеза (Ma and O’Farrell, представлено). Следовательно, вероятный ответ на этот досадный вопрос заключается в том, что очищающий отбор и рекомбинация не могут происходить одновременно.

Параграф «Если бы произошли […] дегенеративные изменения этого генома» несколько преувеличен. Учитывая текущую предполагаемую скорость мутаций, любые две мтДНК будут отличаться только одним SNP .

Очевидно, наша формулировка предполагала больше, чем мы предполагали. Мы изменили его.

Мы согласны с рецензентами в том, что более поздние и, по-видимому, более точные измерения предполагают довольно скромную частоту SNP (например, Kennedy et al., 2013) по сравнению с некоторыми предложениями в литературе. Однако это не исключает важных действий рекомбинации ни соматически, ни в зародышевой линии. Имеются убедительные данные, свидетельствующие о том, что делеции мтДНК увеличиваются с возрастом, что они накапливаются до высоких уровней в пораженных клетках и что конечные точки делеций, как правило, лежат в областях локальной гомологии, предполагая, что рекомбинация способствует их образованию (e .грамм. Солиньяк, 2004 г.; С. Мита и др., 1990; Бакман, Уильямс и Мораес, 2009 г.). Кроме того, прямой анализ мтДНК из отдельных кишечных крипт показывает, что эти быстро делящиеся клетки накапливают несколько SNIP в относительно большом количестве и, вероятно, несут гораздо больше на более низких уровнях (Taylor et al., 2003).

Авторы завышают результаты этой работы (например, в предложениях «Находка означает, что рекомбинация […] митохондриальная болезнь» и «Мы предполагаем, что рекомбинация […] мутации митохондриальной болезни».Наблюдаемые события происходят только при экстремальных режимах отбора и между сильно расходящимися молекулами 91 262 .

Для первого прохода применима озабоченность тем, что мы сделали утверждение о нормальных процессах из эксперимента, включающего возмущение, и мы изменили его. Мы изменили формулировку, чтобы было ясно, что это возможность, а не вывод из результатов.

Что касается второго предложения, то это не вывод. Это предположение о том, что рекомбинация будет влиять на всю биологию, и мы не считаем это преувеличением.

В подразделе «Цель гомологичной рекомбинации» Обсуждения авторы заявляют: «…мтДНК кролика ( Oryctolagus cuniculus ) имеют повторяющиеся мотивы длиной 153 п.н. вблизи точки начала репликации H-цепи…». Разве неправильное спаривание скользящих нитей не может полностью объяснить этот паттерн? Эта активность довольно распространена в мтДНК животных.

Спасибо, что указали на это. Согласно литературным данным, неправильное спаривание с проскальзыванием нитей обычно происходит в повторяющихся мотивах из 1-10 оснований.Следовательно, кажется маловероятным объяснение делеции или добавления более длинных повторов, присутствующих в митохондриальной регуляторной области D. melanogaster (∼350 или 450 п.н.), или повторов длиной 153 п.н. у кролика. Тем не менее, мы изменили нашу формулировку в Обсуждении, чтобы прояснить, что рекомбинация является возможным объяснением, а не известным объяснением сдвигов в количестве повторов.

В том же подразделе авторы заявляют, что: «рекомбинация между родственными молекулами может быть преобладающей».Почему преобладает рекомбинация требований? Данные в Результаты показывают обратное .

Предложение гласит: «Поскольку рекомбинация между родственными молекулами может преобладать …». Это не претензия. Это возможно, и это следует из предыдущего абзаца. Он также ограничен. Это предполагает, что рекомбинация может преобладать между родственными молекулами. Братские молекулы являются продуктами одного события репликации и обязательно, по крайней мере временно, совместно локализованы и, следовательно, не подвержены всем другим барьерам, которые могут препятствовать взаимодействию и рекомбинации между двумя независимыми геномами.Следовательно, нет противоречия между данными результатов, которые относятся к рекомбинации между независимыми геномами в гетероплазматической линии. В любом случае, опасаясь, что это не будет ясно из текста, мы полностью пересмотрели изложение этих вопросов и исключили использование слова «распространенный».

В своей рукописи вы предполагаете, что: «основной ролью рекомбинации в митохондриях является репарация ДНК, зависящая от гомологии, что может быть особенно важно в свете высокого уровня повреждения ДНК, нанесенного мтДНК ее окислительной средой».Растет скептицизм в отношении количества повреждений АФК, которые испытывает мтДНК (пример: PLoS Genet. 2014 Feb; 10(2): e1003974) .

Верно, и скептицизм, похоже, основан на достоверных данных. Мы переписали дискуссию без такого утверждения.

Уточните, пожалуйста, следующее примечание (в подразделе «Рекомбинация при введении одного DSB»): «геном был полностью элиминирован после 18 поколений (не показано)». Почему “данные не показаны”? Почему бы не показать данные?

Поскольку данные были показаны в качестве дополнительного рисунка в Hill, Chen, and Xu, 2014, на который также была сделана ссылка.Чтобы пояснить это, мы опустили утверждение «данные не показаны» и просто сослались на ссылку.

Рисунок 1B : Размер полосы в Рисунок 1B выглядит больше, чем 21,2 КБ. В литературе (и в этой статье) указано , что мтДНК D. melanogaster составляет ~19 т.п.н. Уточните это несоответствие. D. melanogaster Размер мтДНК действительно варьируется, но >21,2 т.п.н. является необычно большим размером .

В этом эксперименте нас беспокоило наличие или отсутствие небольшой полоски с двойным разрезом.Чтобы оптимизировать обнаружение, мы использовали гель (1,2%), более подходящий для обнаружения полосы 1,6 т.п.н., чем полосы 19+ т.п.о. Кроме того, мы загрузили большое количество образцов, извлеченных из целых мух. В данных обстоятельствах мы не считали гель точным способом оценки размера генома. С другой стороны, у нас есть полная последовательность этого генома, и эта последовательность хранится вместе с этой статьей. Геном составляет 19 542 п.н. (рис. 2).

Рисунок 2B : Где другие продукты пищеварения на геле.Этот дайджест должен создать полосу размером ~3 КБ. Похоже, зонд не перекрывает эту меньшую полосу. Было бы обнадеживающе, что все продукты из дайджеста продемонстрированы на Саузерн-блоте. Можно ли повторно исследовать эти пятна другим зондом? Продукт ПЦР для целевой области справа от сайта Xhol подтвердит это .

Действительно, как показано на схеме, прилагаемой к рисунку, зонд ограничен одной диагностической полосой, поэтому другие полосы не видны.Мы не согласны с тем, что было бы обнадеживающе увидеть все группы. Это сбивает с толку. Смысл этого геля не в том, чтобы определить различия в геномах. Это делают полностью секвенированные геномы (рис. 2). Суть блота заключалась в том, чтобы проиллюстрировать изменения уровней различных геномов в последовательных поколениях с использованием диагностического сигнала, и зонд был разработан для этого.

Обсуждение: Можно ли сделать некоторые оценки частоты обмена в гетероплазматических культурах? Большой вопрос в этом новом открытии заключается в том, насколько часто это встречается в природе.Обсуждение хорошо разъясняет, что рекомбинация не произойдет без отцовской утечки, поскольку мтДНК принадлежат к разным гаплотипам и находятся в одной и той же органелле или «нуклеоиде» мтДНК. Здесь есть два вопроса, представляющих интерес и влияние. Во-первых, популяционные генетики могут захотеть узнать: какой степени рекомбинации достаточно, чтобы избавиться от накопления вредных мутаций? Во-вторых, молекулярные генетики захотят узнать, как часто они возникают при заболеваниях или при конструировании новых генотипов для экспериментальной работы.Эта оценка частоты является грубым предположением, но это может увеличить влияние .

Мы не согласны с этим запросом на оценку частоты рекомбинации. Хотя мы находимся в лучшем положении, чем читатель, чтобы оценить это, мы не можем сделать реалистичную оценку частоты молекулярного события. Кроме того, мы сильно подозреваем, что рекомбинация регулируется и генетически модулируется, и что единственная оценка может быть скорее обманчивой, чем информативной. Мы, конечно, можем отметить частоту, с которой самки фертильны, или долю пузырьков, дающих потомство при отборе, и мы сообщаем об этом.Мы также отметили то, что, по нашему мнению, является огромной разницей в частоте при наличии и отсутствии разрезания ферментами рестрикции, что, возможно, указывает на диапазон регуляции.

Здесь мы перечисляем проблемы экстраполяции до молекулярной оценки:

1) Мы не знаем, с какой эффективностью событие рекомбинации может привести к ускользанию от отбора: если в результате рекомбинации образуется единственный устойчивый (или функциональный) геном в зародышевой линии, какова вероятность того, что мы его восстановим? Мы не знаем, как быстро митохондриальные геномы разрезались и затем исчезали, как долго могут выживать клетки зародышевой линии с большей частью разрушенной мтДНК и сколько копий рекомбинантного генома требуется для того, чтобы сделать зародышевую клетку жизнеспособной и способной к последующему развитию. разработка.Возможно, одного рекомбинантного генома из одного успешного события рекомбинации достаточно, чтобы пережить отбор, но он должен быть сгенерирован на ранней стадии оогенеза, чтобы у него был шанс реплицироваться, а затем повторно заселить всю яйцеклетку, которая часто содержит около 10 миллионов копий мтДНК. . Поскольку большая часть обнаруженного нами потомства является гомоплазматическим, кажется, что было восстановлено только одно событие, но на каждое обнаруженное событие, возможно, приходилось много тысяч, которые не смогли его воспроизвести.

2) Даже если бы мы знали эффективность, с которой может спасти рекомбинант, нам нужен знаменатель, чтобы превратить частоту фертильных самок в более значимую частоту рекомбинации, чем та, о которой мы уже сообщали, и мы не знаем, каков этот знаменатель. является.Мы можем оценить количество зародышевых стволовых клеток (около 64 или, возможно, вдвое больше, если мы включим первую волну непосредственно развивающихся стволовых клеток), но на самом деле мы не знаем, происходит ли рекомбинация в этих клетках или их предшественниках. Таким образом, мы не можем точно указать частоту для каждой ячейки. Кроме того, мы не знаем количество митохондрий в клетке, поэтому мы не можем изменить это на частоту рекомбинации на геном.

3) Различные отборы, вероятно, приведут к различной частоте извлеченных рекомбинантов.Выжившие после отбора рестрикционными ферментами являются гомоплазматическими, что отражает сильный отбор против исходных геномов, который действует до завершения в одном поколении с небольшими возможностями для медленной амплификации резистентных геномов. Напротив, температурно-чувствительный отбор «против» мутантного аллеля mt:CoI на самом деле является отбором на функцию аллеля дикого типа, и даже низкое содержание функционального рекомбинантного генома может спасти выживаемость гетероплазматической линии и постепенно накапливать ее. на протяжении нескольких поколений.

В результате этих неопределенностей мы чувствуем, что не можем предложить частоту. Мы, однако, указываем здесь, что когда мы индуцировали комплементарные DSB, которые давали немедленный и сильный отбор для гомоплазматического рекомбинантного потомства, большинство самок имели высокую плодовитость. Это означает, что многие стволовые клетки зародышевой линии имели рекомбинантные геномы. Это требует, чтобы многие события рекомбинации происходили у большинства самок. Кроме того, предварительные данные свидетельствуют о том, что сохранение фертильности при наличии ∼2.5% резистентного генома при разрезании неэффективны, а это означает, что в каждой стволовой клетке требуется много рекомбинантных геномов для производства потомства. Учитывая, что это было в ответ на DSB, мы предполагаем, что это указывает на то, что пути рекомбинации будут эффективно восстанавливать DSB. В самом деле, вполне вероятно, что наблюдаемые рекомбинанты представляют небольшую часть количества гомологичной репарации, поскольку родственные геномы, по-видимому, будут более доступными партнерами для репарации, но не будут вносить геномы, устойчивые к рестрикции.

С другой стороны, когда при селекции использовалось нерестрикционное вырезание (в комбинации ATP6[1] и температурно-чувствительного генома), рекомбинанты наблюдались в меньшинстве флаконов (3 из 51 флакона), каждый с небольшая популяция самок (около 40), а рекомбинанты появлялись только через несколько поколений. Хотя это по-прежнему представляет собой достаточно высокую вероятность наблюдения рекомбинанта во флаконе, мы подозреваем, что частота основного события значительно более чем на два порядка ниже, чем частота, наблюдаемая в эксперименте с двойной рестрикцией.

Мы также хотели бы отметить, что если смешать две генетически маркированные популяции E. coli или дрожжей S. cerevisiae (которые в дикой природе являются гомоталличными), вряд ли можно будет увидеть какую-либо значительную рекомбинацию, и что Интенсивное использование этих организмов для генетики последовало за открытием специализированных подходов к манипулированию ими, чтобы выявить их врожденные способности к рекомбинации. Теперь мы знаем, что митохондрии могут рекомбинировать, и, надеюсь, мы сможем раскрыть факторы, которые модулируют их способность к этому.

https://doi.org/10.7554/eLife.07247.013

Notothenia coriiceps – обзор

4 Жизненный цикл

Contracaecum : сколько мы знаем?

Общая схема жизненного цикла представителей рода Contracaecum представлена ​​на рис. 2. Яйца выделяются с фекалиями окончательного хозяина и попадают в воду, где внутри яйца развиваются личинки первой стадии (L1). Затем они развиваются дальше и линяют до второй стадии (L2). Яйца или личинки могут быть проглочены первыми промежуточными хозяевами, а затем расти в их гемоцеле.В качестве первых промежуточных хозяев может выступать широкий круг беспозвоночных, включая кишечнополостных, гребневиков, брюхоногих, головоногих, полихет, копепод, мизид, амфипод, эвфаузиид, десятиногих, иглокожих и хетогнат (Мозговой и др., 1965; Семенова, 1971; Норрис и др.). Overstreet, 1976; Семенова, 1979), хотя их роль в естественной передаче личинок рыбам-промежуточным хозяевам до конца не ясна (Anderson, 2000). Когда зараженные копеподы поедаются вторыми промежуточными хозяевами, личинки достигают третьей личиночной стадии (L3).Большое разнообразие костистых рыб может играть роль вторых промежуточных или паратенических хозяев. Различные виды рыбоядных птиц и млекопитающих, живущих в пресноводной, солоноватой и морской среде (например, бакланы, пеликаны и тюлени), заражаются в результате хищничества зараженной рыбы и являются окончательными хозяевами Contracaecum . Весьма вероятно, что этот общий жизненный цикл изменчив, и могут быть различия в типах промежуточных/окончательных хозяев среди разных видов Contracaecum (Shamsi, 2007).

Рис. 2. Жизненный цикл рода Contracaecum spp.

В Австралии окончательные хозяева Contracaecum включают не менее семи видов морских млекопитающих ( Arctocephalus pusillus doriferus Wood Jones, 1925, Hydrurga leptonyx (Blainville, 1820), Leptonychotes weddelli Lobodon carcinophaga (Hombrot & Jacquinot, 1842), Mirounga leonina (Linnaeus, 1758), Neophoca cinerea (Péron, 1816) и Phocarctos hookeri (Gray, 191stow, 1844)) ; Johnston and Mawson, 1941b, 1945, 1952; Mawson, 1953; Shamsi et al., 2009b) и 36 видов птиц ( anas superciliosa gmelin, 1789, anhinga melanogaster pannant, 1769, anous minutus boie, 1844, A. Stolidus (Linnaeus, 1758), Aptenodytes Pataginica Miller 1778, Ardea Alba Linnaeus, 1758 (сообщается как Egretta Alba ), A. Pacifica Latham, 1801, (зарегистрировано как NotoPhoyx Pacifica ), Botaurus Poeciloptilus (Wagler, 1827), Chlidonias Leucopareia (Temminck, 1815), Dapteter Capense (Linnaeus, 1758), Diomedea Exulans Linnaeus, 1758, Egretta Novaehollandiae (Latham, 1790) (сообщается как Ardea Novae-Hollandiae ), Ephippipphynchus asiaticus (Latham , 1790) (зарегистрирован как Xenorhynchus asiaticus ), Eudyptes chrysolophus (von Brandt, 1837), E.cristatus (JF Miller, 1784) принято как E. chrysocome (Forster, 1781), Eudyptula minor (Forster, JR, 1781), Macronectes giganteus (Gmelin, JF, 1789), Microcarbo melanos Vieillot, 1817), Morus Serrator (серый, 1843) (сообщается как SULA Serrator ), Notothenia Coriiceps Richardson, 1844, NycticoRax Caledonicus (Gmelin, JF, 1789), PELECANUS CONSPICILLATUS Temminck, 1824 , Phalacrocorax carbo (Linnaeus, 1758), P.fuscescens (Vieillot, 1817), P. sulcirostris (von Brandt, 1837), P. varius (Gmelin, JF, 1789), Podiceps cristatus (Linnaeus, 17008), Podiceps cristatus (Linnaeus, 17008), Селби, 1827), Puffinus Griseus (Gmelin, 1789), P. Tenuirostristris (Temminck, 1835), Pygoscelis Papua (Forster, JR, 1781), Tachybaptus Novaehollandiae (Степис, 1826), Thalassarche cauta steadi Falla, 1933 (зарегистрирован как Diomedea cauta ), T.Chlororhynchos (Gmelin, 1789) (сообщается как D. Chlorhyncha ), Т. Chrysostoma (Forster, 1785) (сообщается как D. Chrysostoma ), Thalassarche Melanophris (Temminck, 1828), как сообщается как D .melanophris , (Johnston and Mawson, 1941a, d, 1942a, b, 1947, 1949; Mawson, 1953, 1969; McOrist, 1989; Shamsi et al., 2008; Shamsi et al., 2009a, b).

На сегодняшний день ничего не известно о специфике первого промежуточного хозяина(ов) в австралийских водах, но известно большое разнообразие рыб, включая Acanthopagrus butcheri (Munro, 1949), Aldrichetta forsteri (Valenciennes, 1836) , Bidyanus BiDyanus (Mitchell, 1838) (сообщается как Therapon Bidyana ), CARASSIUS AURATUS (Linnaeus, 1758), Chireremus maculosus (Richardson, 1850) (сообщается как Threpterius Maculosus ), Cyprinus Carpio Linnaeus, 1758, Galaxias maculatus (Jenyns, 1842) (зарегистрирован как G.Attнуты ), G. Olidus Günther, 1866, GAMBUSIA HOLBROOKI Girard, 1859, Hypselootris Klunzingeri (Ogilby, 1898) (сообщается как Carassiops Klunzingeri ), Hypseleotris Sp., Maccullochella Macquariensis Cuvier, 1829), Macquaria Ambigua (Richardson, 1845), M. Colonorum (Гюнтер, 1863) (сообщается как Percolates Colonorum ), Melanotaenia fluviatilis (Castelnau, 1878), Mibgurnus Anguillicaudatus (Cantor , 1842), Mogurnda adspersa (сообщается как M.Adspersus ), Mugil Cephalus Valenciennes, 1836, NannoPerca Australis , NannoPerca Australis Günther, 1861, Nematalosa Erebi (Günther, 1868), Osteoomugil Cunnsius (Valenciennes, 1836) (сообщается как Mugil strongylocephalus ), Осторхинчус BACATUS (белый, 1790) (сообщается как Apogon FsaSiata ), Philypnodon GrandiCS (Krefft, 1864), Planiliza Subviridis (Valenciennes, 1836) (сообщается как Mugil Dussumieri ), Platycephalus Endrachtensis Castelnau, 1872 (сообщается как P.Arenarius ), P. Laevigatus Cuvier, 1829, pseudocaranx dentex (bloch & schneider, 1801), pseudogobius Olorum (Sauvage, 1880) (сообщается как MugiLogobius Galwayi ), Pseudaphrite Urvillii (Валенсиен, 1832), Pseudorhombus Arsius (Hamilton, 1822), P. jenynsii (Bleeker, 1855), Retropinna Semoni (Weber, 1895), Scomber Australasicus Cuvier, 1832, Seriola Lalandi Valenciennes, 1833, Sillaginodes punctatus (Cuvier, 1829) (зарегистрирован как S.punctate ), Tandanus tandanus (Mitchell, 1838), Tripodichthys angustifrons (Hollard, 1854), Upeneichthys lineatus (Bloch & Schneider, 1801) (зарегистрирован как U. porosporos) к семейству Atherinidae Risso, 1827 (Hardy-head) были зарегистрированы как второй промежуточный/паратенический хозяин для типов личинок Contracaecum (Johnston and Mawson, 1940, 1944, 1947, 1951; Cannon, 1977; Lymbery et al., 2002). ; Шамси и др., 2011; Джаббар и др., 2013 г.; Шамси и др., 2017; Шамси и др., 2018а, б). Считается, что встречаемость и численность личинок Contracaecum в австралийской рыбе были значительно недооценены (Shamsi and Suthar, 2016), поскольку большинство опубликованных исследований основывались на визуальном осмотре рыбы. Шамси и др. (2017) показали, что некоторые личинок Contracaecum могут быть мелкими и глубоко внедряться в ткани желудочно-кишечного тракта рыб, и их можно наблюдать, только удаляя ткань желудочно-кишечного тракта и сохраняя ее в тепле в течение нескольких часов, что вызывает появление личинок.Реакция личинок Contracaecum в рыбе (экзотермические животные) на небольшое повышение температуры в лабораторных условиях, возможно, аналогична реакции желудка их естественных окончательных хозяев, все из которых являются эндотермическими животными. На основании этого эксперимента показано, что совместный визуальный осмотр и инкубация тканей является наиболее эффективным методом выявления внутренних паразитов у рыб. Например, при исследовании заражения личинками анизакидов, в том числе Contracaecum , средняя численность паразита у плоскоголовки и скумбрии была примерно в 7 и 14 раз выше (соответственно) при использовании метода, рекомендованного Shamsi and Suthar (2016).Поскольку все предыдущие сообщения о личинках Contracaecum в австралийских рыбах были основаны на визуальном осмотре, весьма вероятно, что в жизненном цикле участвует гораздо больше рыб, которые инфицированы большим количеством личинок Contracaecum , чем считалось ранее.

Малые водоемы западных Балкан

‘)

переменная голова = документ.getElementsByTagName(“голова”)[0]
var script = document.createElement(“сценарий”)
script.type = “текст/javascript”
script.src = “https://buy.springer.com/assets/js/buybox-bundle-52d08dec1e.js”
script.id = “ecommerce-scripts-” ​​+ метка времени
head.appendChild (скрипт)

var buybox = document.querySelector(“[data-id=id_”+ метка времени +”]”).parentNode

;[].slice.call(buybox.querySelectorAll(“.вариант-покупки”)).forEach(initCollapsibles)

функция initCollapsibles(подписка, индекс) {
var toggle = подписка.querySelector(“.цена-варианта-покупки”)
подписка.classList.remove(“расширенный”)
var form = подписка.querySelector(“.форма-варианта-покупки”)

если (форма) {
вар formAction = form.getAttribute(“действие”)
документ.querySelector(“#ecommerce-scripts-” ​​+ timestamp).addEventListener(“load”, bindModal(form, formAction, timestamp, index), false)
}

var priceInfo = подписка.querySelector(“.Информация о цене”)
var PurchaseOption = toggle.parentElement

если (переключить && форма && priceInfo) {
toggle.setAttribute(“роль”, “кнопка”)
переключать.setAttribute(“табиндекс”, “0”)

toggle.addEventListener («щелчок», функция (событие) {
var expand = toggle.getAttribute(“aria-expanded”) === “true” || ложный
toggle.setAttribute(“aria-expanded”, !expanded)
form.hidden = расширенный
если (! расширено) {
покупкаOption.classList.add(“расширенный”)
} еще {
покупкаВариант.classList.remove (“расширенный”)
}
priceInfo.hidden = расширенный
}, ложный)
}
}

функция bindModal (форма, formAction, метка времени, индекс) {
var weHasBrowserSupport = window.fetch && Array.from

функция возврата () {
var Buybox = EcommScripts ? EcommScripts.Buybox : ноль
var Modal = EcommScripts ? EcommScripts.Модальный: ноль

if (weHasBrowserSupport && Buybox && Modal) {
var modalID = “ecomm-modal_” + метка времени + “_” + индекс

var modal = новый модальный (modalID)
modal.domEl.addEventListener («закрыть», закрыть)
функция закрыть () {
form.querySelector («кнопка [тип = отправить]»).фокус()
}

вар корзинаURL = “/корзина”
var cartModalURL = “/cart?messageOnly=1”

форма.setAttribute(
“действие”,
formAction.replace(cartURL, cartModalURL)
)

var formSubmit = Buybox.interceptFormSubmit(
Буйбокс.fetchFormAction(окно.fetch),
Buybox.triggerModalAfterAddToCartSuccess(модальный),
функция () {
form.removeEventListener («отправить», formSubmit, false)
форма.setAttribute(
“действие”,
formAction.replace(cartModalURL, cartURL)
)
форма.представить()
}
)

form.addEventListener (“отправить”, formSubmit, ложь)

document.body.appendChild(modal.domEl)
}
}
}

функция initKeyControls() {
document.addEventListener (“нажатие клавиши”, функция (событие) {
если (документ.activeElement.classList.contains(“цена-варианта-покупки”) && (event.code === “Пробел” || event.code === “Enter”)) {
если (document.activeElement) {
событие.preventDefault()
документ.activeElement.click()
}
}
}, ложный)
}

функция InitialStateOpen() {
var узкаяBuyboxArea = покупная коробка.смещениеШирина -1
;[].slice.call(buybox.querySelectorAll(“.опция покупки”)).forEach(функция (опция, индекс) {
var toggle = option.querySelector(“.цена-варианта-покупки”)
var form = option.querySelector(“.форма-варианта-покупки”)
var priceInfo = option.querySelector(“.Информация о цене”)
если (allOptionsInitiallyCollapsed || узкаяBuyboxArea && индекс > 0) {
переключать.setAttribute (“ария-расширенная”, “ложь”)
form.hidden = “скрытый”
priceInfo.hidden = “скрытый”
} еще {
переключить.щелчок()
}
})
}

начальное состояниеОткрыть()

если (window.buyboxInitialized) вернуть
window.buyboxInitialized = истина

initKeyControls()
})()

.

Добавить комментарий

Ваш адрес email не будет опубликован.